Artículos científicos

 

Aporte de Microorganismos Benéficos por la Incorporación al Suelo de Residuos Deshidratados de Col (Brassica oleracea var capitata) y su Efecto en el pH

 

Contribution of Benefical Microorganisms While Added to the Dried Cabbage (Brassica oleracea var capitata) Residues and its Effect on pH Soil

 

Karla Alejandra Rodríguez Millán, Clara Teresa Monreal Vargas, Jesús Huerta Díaz, José Carmen Soria Colunga y Ramón Jarquín Gálvez

 

Facultad de Agronomía, Universidad Autónoma de San Luis Potosí, km 14.5 Carr. San Luis-Matehuala, Apdo. Postal 32., Soledad de Graciano Sánchez, San Luis Potosí, CP 78321, México. Correspondencia: clara.monreal@uaslp.mx

 

Recibido: Marzo 05, 2013
Aceptado: Mayo 23, 2013

 

Resumen

Se plantea que los residuos deshidratados de col aportan microorganismos antagonistas hacia fitopatógenos y modifican el PH del suelo. Se utilizaron residuos de col deshidratados al sol, envasados y preservados en un ambiente seco, por dos y cinco años. Éstos se analizaron microbiológicamente, se evaluó su efecto sobre el pH de un suelo estéril durante 30 d, y se estableció el tipo y número de microorganismos que pueden incorporar. También se determinó su efecto sobre el pH, características físicas, químicas y biológicas, en cinco suelos sin esterilizar, durante 51 d. En los residuos predominaron Bacillus sp., Pseudomonas sp., Trichoderma sp. y Penicillium sp. In vitro, Bacillus y Pseudomonas mostraron antibiosis contra Rhizoctonia solani y Fusarium oxysporum f sp. lycopersi. Trichoderma y Bacillus fueron micoparásitos de estos hongos respectivamente. En el suelo estéril, los residuos incrementaron el pH de 7.57 a 8.79; y favorecieron el desarrollo de bacterias (160 x 10⁷ ufc g^-1 de suelo), principalmente de Bacillus y Pseudomonas. En cuatro de los suelos no estériles, el pH siempre fue significativamente (P <= 0.05) menor al testigo y varió dinámicamente entre 7.33 y 8.24; se incrementó el contenido de nitrógeno asimilable, potasio, bacterias g^-1 de suelo; se incorporaron Bacillus y Pseudomonas; y se promovió el desarrollo de Penicillium.

Palabras clave: Modificadores orgánicos de suelos, microorganismos antagonistas, Bacillus, Pseudomonas, Trichoderma.

 

Abstract

It is suggested that cabbage dry residues provide antagonist microorganisms to plant pathogens and they modify the pH of the soil. We used cabbage sun-dried residues, packaged and preserved in a dry environment for two and five years. They were analyzed microbiologically, and their effect on the pH of a sterile soil for 30 d, and the type and number of microorganisms they can incorporate were studied. We also determined its effect on pH, the physical, chemical and biological characteristics in five unsterilized soils for 51 d. In the residues, the Bacillus sp., Pseudomonas sp., Trichoderma sp. and Penicillium sp. predominated. In vitro, Bacillus and Pseudomonas showed antibiosis against Rhizoctonia solani and Fusarium oxysporum f sp. lycopersi. Trichoderma and Bacillus were mycoparasites of these fungi respectively. In sterile soil, residues increased the pH from 7.57 to 8.79, and favored the development of bacteria (160x10⁷ ufc g^-1 soil), mainly from Bacillus and Pseudomonas. In four of the non-sterile soils, the pH was always significantly (P <= 0.05) lower than the control and ranged dynamically between 7.33 and 8.24; the content of assimilable nitrogen, potassium, and the bacteria g^-1 in soil were increased; Bacillus and Pseudomonas were incorporated; and the development of Penicillium was promoted.

Keywords: organic soil amendments, antagonistic microorganisms, Bacillus, Pseudomonas, Trichoderma.

 

Los fitopatógenos habitantes del suelo (FHS) ocasionan enfermedades en cultivos de importancia económica que originan pérdidas en la producción. Se han desarrollado diversas estrategias para el manejo de estos microorganismos, como el control biológico y la generación de suelos con características biológicas, químicas y físicas adversas a los patógenos, a través de la incorporación de residuos orgánicos (Cook y Baker, 1983). Los residuos orgánicos más utilizados por sus propiedades biodesinfectantes (antaño biofumigantes) son los de crucíferas, lo cual se debe a que los tejidos de estas plantas contienen una elevada cantidad de compuestos azufrados denominados glucosinolatos (Krikegaard y Sarwar, 1998). La enzima glucohidrolasa tioglucósido (mirosinasa) hidroliza a estos compuestos y los transforma en los compuestos volátiles tóxicos isiotiocianatos, nitrilos, tiocianatos, tio-oxazolidinas y epitionitrilos; dependiendo de la especie de crucífera (Brown y Morra, 2005). En los tejidos intactos la enzima se encuentra asociada a la membrana de la célula y separada de los glucosianolatos; y sólo actúa cuando los tejidos vegetales sufren una autolisis o cuando se fermentan. Los residuos se pueden incorporar frescos o secos, siempre que se evite el daño e hidrólisis endógena por la mirosinasa, antes de ser aplicados. Los residuos de col son una buena opción para el manejo de FHS debido a que su acción biocida o biostática no se debe únicamente a los glucosionolatos, sino también a otros compuestos tóxicos como amoniaco, nitratos, ácido nítrico, ácido sulfhídrico, ácidos orgánicos, enzimas proteolíticas y quitinolíticas; que los microorganismos generan durante la descomposición de la materia orgánica que los constituye, además de aumentar la población de microorganismos con características antagonistas a los FHS (Lazarovits et al., 2005). En diversos estudios se ha comprobado que los residuos deshidratados de la col (RDC) preservan sus propiedades biodesinfectantes y pueden suprimir hongos patógenos como Fusarium oxysporum, Verticillium dahliae, Aphanomyces eutiches, Thielaviopsis basicola, Pythium ultimum, Sclerotium rolfsii y Rhizoctonia solani, entre otros (Hoitink y Boehm, 1999; Lazzeri et al., 2004). Las investigaciones sobre diversas especies de crucíferas se han centrado en determinar el tipo y concentración de glucosinolatos que poseen (Mayton et al., 1996; Smolinska et al., 1997; Kirkegaard y Sarwar, 1998; Matthiessen y Shackleton, 2005), en el efecto variable que tienen los compuestos volátiles tiocianatos e isitiocianatos sobre los FHS, que va desde disminuir el número de propágulos y la severidad de diversas enfermedades, hasta un efecto nulo (Muehlchen et al., 1990; Mojtahedi et al., 1991; Zasada et al., 2003; Snapp et al., 2007; Njoroge et al., 2008); en evaluar el efecto de los residuos frescos y deshidratados, solos y en combinación con solarización (Ramírez-Villapudua y Munnecke, 1987; Ramírez-Villapudua y Munnecke, 1988; Gamliel y Stapleton, 1993; Coelho et al., 1999); y en establecer los factores que favorecen la biodesinfección y la vida media de los tiocianatos e isitiocianatos en el suelo, la cual no es mayor a 12 días (Brown et al., 1991; Brown y Morra, 1997; Gardiner et al., 1999; Morra y Kirkegaard, 2002; Gimsing y Kirkegaard, 2006). Se ha señalado que la actividad biocida de los tiocianatos e isiotiocianatos tiene un corto plazo, y que el efecto supresivo de los residuos de crucíferas a largo plazo se debe a otros mecanismos, entre ellos se ha propuesto el incremento de poblaciones antagonistas como Streptomyces y Pseudomonas fluorescens (Cohen et al., 2005). Motisi et al. (2009) sugieren la inducción tardía de poblaciones microbianas que pueden generar otros compuestos biocidas. Por otro lado, el pH es uno de los factores ambientales que influye en el crecimiento microbiano, cada población microbiana tiene un rango de pH dentro del cual es posible el crecimiento y normalmente posee un pH óptimo bien definido, con variaciones en un margen de 2 a 3 unidades; sin embargo, algunos microorganismos son muy sensibles y no toleran ningún cambio. Además el pH del suelo afecta significativamente la actividad enzimática microbiana y es por ello que una de las estrategias que se puede utilizar en conjunto con otras, para el manejo de los FHS, es la regulación del pH a niveles no tolerados por éstos. El pH del suelo puede tener un doble efecto, impedir el crecimiento microbiano, y en el caso de los residuos biodesinfectantes, propiciar la formación de compuestos tóxicos. Por ejemplo, la descomposición microbiológica de residuos con un alto contenido de nitrógeno provoca una acumulación de amonio y un incremento del pH del suelo. Cuando el pH es mayor de 8.5 parte del amonio se convierte en amoniaco. El amonio no es tóxico, incluso a altas concentraciones, mientras que el amoniaco es muy tóxico (Tenuta y Lazarovits, 2002a). El amonio en los suelos con alto contenido en carbono orgánico no se acumula, convirtiéndose rápidamente por los procesos de nitrificación en nitrito (NO₂^-) y posteriormente en nitrato (NO₃^-) (Tenuta y Lazarovits, 2002b). De manera colateral el pH influye en la eficacia del control de las enfermedades cuando se utilizan residuos orgánicos debido a que se ha encontrando que sólo existen productos tóxicos que sean letales para los patógenos cuando el pH del suelo está por debajo de 6 o sobre 8; por ello, los cambios en el pH pueden influir en el grado de control (Tenuta y Lazarovits, 2004). En esta investigación se plantea que además de los biocidas volátiles, los mecanismos supresivos de los RDC se deben a que poseen una microflora antagonista a los FHS, modifican el pH e incrementan las poblaciones microbianas benéficas en el suelo, lo que genera condiciones adversas a los FHS. El objetivo fue determinar si los residuos deshidratados de col aportan microorganismos benéficos que sean antagonistas a los fitopatógenos y su período de viabilidad en ellos, así como su efecto sobre el pH del suelo.

 

MATERIALES Y MÉTODOS.

Residuos deshidratados de col. Los residuos deshidratados de col (Brassica oleraceae var capitata) se obtuvieron picando el follaje finamente, se secaron por exposición a la radiación solar durante ocho días, posteriormente se molieron para obtener residuos con una textura más fina pero sin llegar a polvo, se envasaron en frascos de plástico y se almacenaron en un ambiente seco. Se dispuso de tres tipos de residuos: uno de preparación reciente (RDC1) y dos almacenados durante dos y cinco años (RDC2 y RDC5, respectivamente).

Microflora asociada a los RDC, unidades viables e identificación de los microorganismos más abundantes. La microflora cultivable asociada a RDC1 y las unidades viables cultivables en RDC2 y RDC5 se determinaron con la técnica microbiológica clásica de crecimiento y conteo en placa (Barer y Harwood, 1999; Oliver, 2005), basada en el método de dilución y siembra por extensión en los medios de cultivo papa dextrosa agar (PDA), extracto de levadura peptona glucosa agar (YPGA) y Czapeck (Cz). Las diluciones decimales se efectuaron a partir de un gramo de RDC, se sembraron 0.1 ml de 10¹ a 10⁴, y se incubaron a 28 °C en una cámara de crecimiento. Para cada dilución y cada medio se realizaron tres repeticiones. Las unidades formadoras de colonias (ufc) por gramo de RDC, se determinaron por el número de colonias fúngicas y bacterianas desarrolladas desde las 24 h y hasta los seis días. De las poblaciones predominantes se obtuvieron las cepas puras. Los hongos se identificaron por medio de sus estructuras microscópicas observadas con un microscopio óptico Karl Zeiss, y con base en las referencias de Barnett y Hunter (1972), así como Alexopoulos et al. (1996). En el caso de las bacterias, se caracterizó la morfología macroscópica, y la microscópica a través de la tinción de Gram. La identificación a nivel de género se llevó a cabo con las pruebas básicas de Cowan y Steel (Cowan et al., 1993), además de la prueba de KOH, expresión de fluorescencia en el medio B de King y crecimiento en el medio selectivo agar cetrimida. Con los microorganismos predominantes identificados, se efectuaron pruebas de confrontación en PDA y YPGA, contra Fusarium oxysporum f sp. lycopersici (Fol) y Rhizoctonia solani, para detectar si alguno de ellos es antagónico hacia estos hongos fitopatógenos. Los patógenos se sembraron en forma masiva, y en el centro los posibles antagonistas; incubándose las cajas a 28 °C por 24 a 72 h, en una cámara de crecimiento. El antagonismo se evaluó por halos de inhibición del crecimiento, lisis del micelio y tasa de crecimiento colonial radial.

Incorporación de poblaciones microbianas por adición de RDC a un suelo estéril y su efecto sobre el pH. El suelo utilizado se colectó en el municipio de Moctezuma, SLP. Éste se esterilizó en autoclave a 121 °C h^-1, tres veces, cada tercer día. Antes de iniciar el ensayo, se midió el pH con el potenciómetro, en una dilución 1:10 obtenida a partir de muestras de un gramo de suelo. Se confirmó la esterilidad por el conteo en placa de unidades viables en las diluciones 10¹ a 10⁷, y por siembra de 10 gránulos de suelo (0.5 cm de diámetro) por caja, en 10 cajas de PDA, YPGA y Cz. Éstas se incubaron a 28 °C por ocho días, en una cámara de crecimiento. Cinco gramos de residuos RDC2 o RDC5 se incorporaron en 500 g de suelo estéril contenido en recipientes de unicel, se humedecieron con agua destilada estéril a capacidad de campo, se sellaron perfectamente con papel aluminio y parafilm, y se incubaron a 28 °C en una cámara de crecimiento. Por cada tipo de residuo se efectuaron tres repeticiones y los testigos respectivos fueron preparados de la misma forma pero sin RDC. Después de 24 h y hasta los seis días se cuantificaron las poblaciones microbianas mediante la técnica de conteo en placa, a partir de diluciones y siembra por extensión en PDA, YPGA y Cz. Las diluciones sembradas fueron 10³ a 10⁷, con tres repeticiones por dilución y medio de cultivo. Para conocer el efecto de los RDC sobre el pH, éste se midió a los: 1, 5, 9,12, 15, 20, 23, 26 y 30 d, de la forma antes descrita. Los datos obtenidos se analizaron estadísticamente con una prueba t de Student.

Efecto de los RDC sobre el pH y la microflora de diferentes tipos de suelo no estériles. Se utilizaron cinco suelos provenientes de San Luis Potosí (Villa de Arista, dos muestras), Veracruz (una muestra) y Zacatecas (dos muestras). Éstos se analizaron para determinar sus características físicas (datos no presentados) y químicas con las técnicas clásicas descritas por Reeuwijk (2002) para pH en agua destilada así como en KCl 1M en una relación 1:2.5, conductividad eléctrica, densidad aparente, textura, nitrógeno asimilable con NaOH, potasio asimilable con acetato de amonio y por ciento de materia orgánica. La microflora de cada suelo se determinó en ufc g^-1 de suelo, con la técnica de conteo en placa antes descrita. Se efectuaron diluciones decimales de 10¹ a 10⁶ y se sembraron 0.1 mL de las diluciones 10⁴, 10⁵, y 10⁶ en los medios PDA, PDA acidulado y YPGA; posteriormente se incubaron a 28 °C en una cámara de crecimiento. El conteo de colonias se realizó después de 24 h y hasta los seis días. Se realizaron tres repeticiones por cada dilución y por cada medio de cultivo. El tratamiento consistió en incorporar cinco gramos de RDC2 en 500 g de suelo contenido en recipientes de unicel y se humedecieron con agua destilada estéril a capacidad de campo. Se sellaron perfectamente con papel aluminio y parafilm, y se incubaron a 28 °C en una cámara de crecimiento. Por cada tipo de suelo se realizaron tres repeticiones y el testigo correspondiente. Durante todo el ensayo, el suelo se mantuvo húmedo a capacidad de campo. El pH se registró durante 51 d. En los primeros cinco días las evaluaciones fueron diarias, posteriormente cada tercer día y en las últimas dos semanas cada dos días. Los valores de pH promedio de las tres repeticiones se analizaron estadísticamente con la prueba t para medias de dos muestras emparejadas. Al final del ensayo se determinaron las características físicas (datos no presentados), químicas y microbiológicas de los suelos con las técnicas ya mencionadas; y los valores obtenidos se analizaron estadísticamente con la prueba t de Student para dos muestras emparejadas.

 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Microflora asociada a los RDC, unidades viables e identificación de los microorganismos más abundantes. La microflora cultivable asociada a los RDC1 estuvo constituida por hongos y bacterias que crecieron en los medios de PDA y YPGA pero no en Czapeck. Se determinó una población bacteriana de 20 x10⁶ ufc y fúngica de 15 x10⁵ ufc g^-1 de RDC. Las poblaciones bacterianas predominantes fueron Pseudomonas y Bacillus, identificadas con base en las características morfológicas microscópicas y pruebas bioquímicas básicas (Cuadro 1). Pseudomonas creció preferentemente en PDA (Figura 1A), y produjo un pigmento fluorescente tanto en agar cetrimida como en el medio B de King, lo que indica que es una pseudomonas del grupo fluorescente. Bacillus creció en YPGA pero no en PDA (Figura 1B). Los hongos se identificaron por sus estructuras microscópicas y las principales poblaciones fúngicas correspondieron a Trichoderma, Penicillium, Alternaria, Aspergillus y Rhizopus; y el género predominante fue Trichoderma. Para RDC2 y RDC5, se obtuvo la misma cantidad de unidades viables cultivables de bacterias (6 x10⁴ ufc g^-1 de RDC) y de hongos (1 x10⁴ ufc g^-1 de RDC), lo cual indica la existencia de especies bacterianas y fúngicas que se conservan en deshidratación por cinco años. Las bacterias viables fueron únicamente Pseudomonas del grupo fluorescente y Bacillus sp.; y los hongos Penicillium y Alternaria, siendo Penicillium la población fúngica predominante. Los géneros de hongos y bacterias identificados en los RDC recientes y conservados, están dentro de los más comunes que se han encontrado en la mayoría de las enmiendas orgánicas, el predominio o ausencia de algunos de ellos depende del tipo de enmienda, por ejemplo Aspergillus es uno de los hongos predominantes en enmiendas de alfalfa, Trichoderma y Penicillium en harina de pescado, y Aspergillus y Trichoderma en composta de champiñón (Nico et al., 2005). En lombricomposta obtenida con lombriz californiana en suelo franco-arenoso a partir de excremento de caballo y materia vegetal, se encontró a Penicillium, Aspergillus y Fusarium (Guédez et al., 2009). Las enmiendas de residuos de plátano, estiércol bovino, pulpa de café y gallinaza se caracterizan por poblaciones bacterianas constituidas principalmente por diversas especies de Bacillus y Pseudomonas, además de Aspergillus y Penicillium (Escobar et al., 2012). Atlas y Bartha (2005) refieren que los géneros de bacterias y hongos identificados en los RDC y en las diversas enmiendas orgánicas son los más abundantes debido a su versatilidad metabólica para degradar monosacáridos, disacáridos, almidón, celulosa y hemicelulosa; así como los compuestos nitrogenados orgánicos.

En las pruebas de confrontación in vitro, Pseudomonas mostró antibiosis únicamente contra la cepa de R. solani, con un halo de inhibición de 4.5 cm (Figura 2A). Bacillus mostró una leve inhibición e inducción del desarrollo de estructuras de resistencia (esclerocios) en la cepa de R. solani (Figura 2B) e invadió y causó lisis del micelio de la cepa de Fol (Figura 2C). Trichoderma ejerció su actividad de competencia y micoparásito sobre las cepas de R. solani (Figura 2D) y Fol. Alternaria y Penicillium crecieron más rápidamente que Fol y R. solani. Alternaria tuvo un crecimiento radial de un centímetro por día e invadió todo el medio de cultivo, lo cual sugiere antagonismo por competencia hacia estos FHS (Figura 2E).

Los resultados obtenidos sugieren que las poblaciones microbianas más abundantes asociadas a los RDC, son géneros que incluyen especies que actúan como agentes de control biológico de FHS (Baker y Cook, 1974). Aunque en este trabajo no se determinó la especie de Bacillus, Pseudomonas y Trichoderma, si se evidenció que estos aislamientos son antagonistas de Fol y R. solani, que son fitopatógenos importantes y diversificados en los suelos de San Luis Potosí (Monreal, 2008). Un buen comportamiento antagónico in vitro no asegura un control biológico en condiciones naturales pero predice que éste puede acontecer (Alonso et al., 2002).

En los RDC conservados por dos y cinco años no se detectó a Trichoderma, según Wakelin et al. (1999), este hongo es susceptible a períodos de desecación mayor a un año. En contraste Pseudomonas, Bacillus, Penicillium y Alternaria, parecen tener una excelente capacidad para mantenerse viables por largo tiempo en condiciones de desecación. La microflora benéfica asociada a los RDC le da un valor adicional a su efecto biodesinfectante.

Incorporación de poblaciones microbianas por adición de residuos de col a un suelo estéril y su efecto sobre el pH. A las 24 h posteriores a la incorporación de RDC2 al suelo, se detectaron exclusivamente bacterias que se desarrollaron en todos los medios de cultivo utilizados, a diferencia de las poblaciones bacterianas asociadas a los RDC2 que no crecieron en Czapeck. Sus ufc fueron en promedio de 116 x 10⁷ g^-1 de suelo, mayores a las ufc determinadas para los RDC2 (6x10⁴ ufc g^-1 de RDC), y volvieron a predominar Bacillus y Pseudomonas; lo cual indica que tuvieron condiciones apropiadas para reproducirse. Las bacterias aisladas de este suelo, crecieron en medios de cultivo con pH ácido (5.5 en PDA) a ligeramente alcalino (7.5 en Czapeck), lo que muestra una mayor diversidad de bacterias en el suelo con RDC2 en fermentación. La abundancia de poblaciones bacterianas en el suelo con RDC2, concuerda con los resultados obtenidos por Calbrix et al. (2007), que estimaron, que la descomposición inicial de la materia orgánica, se debe al 8090 % de la actividad metabólica de las bacterias.

En el suelo testigo las variaciones de los valores de pH fueron mínimas, en tanto que en el suelo con RDC2, el cambió fue perceptible y significativamente superior al testigo (P° 0.05), incrementando su valor inicial de 7.57 al máximo de 8.79 a los 12 d, y después disminuyó pero sin dejar de ser alcalino (Figura 3). El pH alcalino concuerda con el predominio de poblaciones bacterianas y la ausencia de hongos, en particular de Bacillus y Pseudomonas, en los que se han descrito especies putrefactivas que son alcalófilas y a su vez tienden a alcalinizar sus medios de cultivo (Insam et al., 2010). Se asume que los cambios de pH en el suelo estéril se deben principalmente a la transformación de los compuestos nitrogenados de los RDC por las bacterias putrefactivas asociadas a éstos, y que en este proceso se liberan bases orgánicas o amoniaco que incrementan el valor del pH. Tsao y Oster (1981), y Bello et al. (2000) refieren que cualquier enmienda orgánica con baja proporción C/N (entre 8-20) provocan en un corto plazo (24 a 72 h) un ascenso brusco en el pH, por liberación de amonio. Los RDC pertenecen a este grupo, lo cual explica el comportamiento del pH en el suelo estéril. El pH alcalino en sí, es adverso para algunos fitopatógenos, y además puede favorecer que éstos sean parasitados por ciertos agentes de biocontrol como lo demostraron Elad et al. (1980) en la interacción Trichoderma harzianum con R. solani y S. rolfsii. Así mismo si el amonio se acumula y si no existen las condiciones para su nitrificación, éste se transforma en amoniaco y ácido nitroso, ambos son tóxicos para los FHS pero no para algunos agentes de biocontrol (Tenuta y Lazarovits, 2002a, 2002b, 2004).

Efecto de los residuos de col sobre el pH y la microflora en diferentes tipos de suelo sin esterilizar. Los valores de pH para los cinco tipos de suelo sin esterilizar y con RDC2 mostraron incrementos alternados con disminución durante los 51 d de evaluación. En general, la modificación del pH fue similar para todos los suelos, los valores fluctuaron entre 7.33 y 8.24; y siempre fueron significativamente (P ≤ 0.05) menores al testigo, a excepción de Zacatecas 1 (Figura 4). La variación del pH en los cinco suelos testigo indica que ocurren muchas reacciones químicas y biológicas debidas principalmente a la actividad microbiana, la cual depende de las especies microbianas presentes y es afectada por la humedad, temperatura, pH, aireación, tipo y cantidad de materia orgánica (Insam et al., 2010 ). La nula variación de pH observada en el suelo estéril sin RDC se puede deber a la ausencia de microorganismos (Figura 3). Los resultados mostrados en el Cuadro 2, sugieren que la incorporación de RDC2 fue uno de los factores que más influyó indirectamente en la variación del pH, y es muy factible que la dinámica de variación del pH se debió principalmente a la actividad microbiana estimulada y aportada por los residuos de col y por las características del suelo. Es posible que en los suelos en estudio existan especies microbianas diferentes, sin embargo, se puede inferir que en general los microorganismos de los suelos tratados con RDC produjeron algunas sustancias que amortiguaron el incremento de pH y por ello, este siempre fue más bajo con relación al testigo, por ejemplo, los procesos de mineralización de la materia orgánica por la mayor biomasa microbiana implica una disminución del pH de la solución del suelo por una mayor liberación de CO₂. A esto habrá que sumar también la influencia de ácidos orgánicos en el suelo producidos por las altas poblaciones de Bacillus y Pseudomonas (Paredes-Mendoza y Espinosa-Victoria, 2010). Solamente en el suelo Zacatecas 1 adicionado con RDC, al inicio y hasta el día12, el pH fue mayor al del testigo, no obstante, después disminuyó (Figura 4D); sin embargo, las diferencias no fueron significativas y esto se podría atribuir a que las especies microbianas de este suelo no liberan metabolitos que incidan sobre el pH. El efecto de las enmiendas orgánicas sobre el pH es muy heterogéneo, por ejemplo Contreras et al. (2005), evaluaron la adición de gallinaza y vermicomposta de ganado bovino a dos suelos con pH contrastantes, suelo (a) pH 6.2 y suelo (b) pH 3.4. La gallinaza aumentó el pH de 6.2 a 7.2, y de 3.4 a 4.1, pero con vermicomposta el pH del suelo (a) se incrementó de 6.2 a 6.9, y en el suelo (b) disminuyó de 3.4 a 3.3. Nico et al. (2003) determinaron que la incorporación de alfalfa enfardada y harina de pescado a un suelo con pH de 6.0, incrementó los valores a pH 7.6 y 8.2 respectivamente; en cambio con composta de champiñón se mantuvo el pH en 6.0. En las investigaciones citadas, el pH se registró al inicio y al final del tratamiento, mientras que en el presente trabajo el pH se midió a diferentes tiempos y se encontró que los cambios no son constantes. El efecto heterogéneo de las enmiendas orgánicas sobre el pH del suelo fue corroborado por Tenuta y Lazarovits (2002b), que observaron inconsistencias en los resultados obtenidos tras la aplicación de enmiendas orgánicas ricas en nitrógeno en diferentes suelos, llegando a la conclusión de que los factores que influyen en el pH son los componentes orgánicos de la enmienda y las características del suelo como la capacidad de intercambio catiónico, el contenido de materia orgánica, la humedad y la densidad aparente. En los suelos con RDC también se incrementó el contenido de nitrógeno asimilable (P = 0.082) y potasio asimilable (P = 0.0007). El primero aumentó notablemente en los suelos de Villa de Arista 2 (140.64 %) y Zacatecas 1 y 2 (250 %), y en consecuencia hubo un incremento significativo (P = 0.026) en la conductividad eléctrica (Cuadro 2). El potasio aumentó considerablemente en la mayoría de los suelos, especialmente en Zacatecas 1 (68 %) y 2 (50 %). El fósforo se incrementó en menor proporción en tres de los suelos estudiados, no observándose diferencia significativa (P= 0.335) entre testigos y la aplicación de RDC. En general, los RDC aportaron nitrógeno y potasio (Cuadro 2), Morra y Johnson-Maynard (2003) citados por Brown y Morra (2005) indican que los tejidos de crucíferas son fuente de nitrógeno asimilable. Por su parte Escandón (2007), obtuvo plantas de Kalanchoe blossfeldiana con excelente porte, cantidad de follaje y color, cuando fueron cultivadas en sustrato adicionado con RDC.

El análisis microbiológico de los cinco suelos con RDC2 reveló que no hubo crecimiento de microorganismos en las placas de PDA acidulado, ni antes ni después de la adición de los RDC, esto sugiere que la microflora de dichos suelos no es tolerante al pH ácido de 3.5. En el Cuadro 3 se presentan las poblaciones microbianas cultivables en PDA no acidulado (pH 5.5) y en YPGA (pH 7.1). Se aprecia que la microflora natural en todos los suelos está constituida principalmente por bacterias, solamente en el suelo Veracruz se aislaron hongos en YPGA y en el de Villa de Arista 2 en PDA, pero con poblaciones menores a la de las bacterias. En todos los suelos tratados con RDC, las ufc de hongos y bacterias g ^-1 de suelo fueron mayores con respecto al testigo; y el incremento de las poblaciones bacterianas fue altamente significativo tanto para las acidófilas (P < 0.01) como para las neutrófilas (P < 0.01) (Cuadro 3). Esto coincide con los resultados de Castro et al. (1999), que después de 25 d de haber adicionado RDC al 1% a un suelo, determinaron incrementos de 13.8 x 10⁶a 41 x 10⁶ ufc de bacterias, y de 7.5 x 10⁴ a 16.8 x 10⁴ ufc de hongos. Ramírez-Villapudua y Munnecke (1987, 1988) reportan que la población bacteriana se incrementó 16 veces en suelos tratados con RDC al 1%, y Cohen et al. (2005) encontraron incrementos de dos unidades logarítmicas en las poblaciones de bacterias en dos semanas posteriores a la adición de residuos de Brassica napus, con predominio de Streptomyces sp. Los RDC incorporados, además aportaron hongos en aquellos suelos donde éstos no fueron detectados al inicio del experimento, y en los que estuvieron presentes, se incrementaron las poblaciones, en particular de Penicillium. Nuevamente predominaron los géneros Bacillus y Pseudomonas, los cuales no se registraron en los testigos. Por otro lado, los hongos que se aislaron en tres de los suelos carentes de ellos antes del tratamiento con RDC, correspondieron a Penicillium y Aspergillus, estos mismos géneros fueron aislados por Castro et al. (1999), en suelos tratados con RDC. El predominio de especies bacterianas en los suelos con y sin RDC, tiene relación con la dinámica del pH en ambos suelos, éste favoreció a las poblaciones de bacterias y a unas cuantas de hongos. Asimismo en los suelos adicionados con enmiendas orgánicas, el contenido de materia orgánica es mayor y ésta induce un incremento en la actividad microbiana, la cual se traduce en una mayor biomasa, pero dependiendo de la enmienda se puede aumentar o disminuir la diversidad de especies, de tal forma que algunas enmiendas pueden definir el desarrollo preferencial de aquellas especies más adaptadas al consumo de la fuente nutricional (Kwasna et al., 2000). Por lo anterior se deduce que con los residuos de col no solo se incrementa la microflora en los suelos, sino que también se incorporan o se inducen nuevas poblaciones fúngicas y bacterianas que pueden ser antagonistas, y se favorece el hiperparasitismo (Villar et al., 1990); por ello de manera indirecta las enmiendas orgánicas también se han utilizado para el control biológico de FHS (Bello et al., 2000; Osorio et al., 2005). Al aplicar RDC al suelo, en una primera fase se aportan principalmente diversos isiotiocianatos para un tratamiento químico natural de los fitopatógenos, además éstos también pueden ser afectados por las variaciones de pH que se producen, posteriormente la microbiota antagonista reduce las reinfecciones (Castro et al., 1999), y finalmente se proporciona N y K para un mejor crecimiento de las plantas. Díez-Rojo et al. (2010), señalan que los RDC y otros residuos agroindustriales son una alternativa para sustituir a los fumigantes químicos, en particular al bromuro de metilo que favorece la destrucción de la capa de ozono y es un contaminante tóxico ambiental. Algunos estudios muestran que con la biodesinfección y control biológico de los FHS con RDC y otras enmiendas orgánicas, la rentabilidad de los cultivos es mayor, debido a que se reducen gastos en el costo y aplicación de los fungicidas sintéticos, y además no se afecta la salud de los trabajadores del campo (Castro et al., 1999; Bello et al., 2008).

 

CONCLUSIONES

La microflora asociada a los residuos deshidratados de col estuvo constituidas principalmente por Bacillus sp, Pseudomonas sp., Trichoderma sp., Alternaria sp., Aspergillus sp. y Rhizopus sp.

Bacillus, Pseudomonas, Penicillium y Alternaria permanecieron viables en los residuos deshidratados de col por cinco años, conservados en un ambiente seco.

Los residuos deshidratados de col favorecieron e incrementaron en los suelos, poblaciones microbianas constituida principalmente por Bacillus sp., Pseudomonas sp., Penicillium sp. y Aspergillus sp.

Los residuos deshidratados de col adicionados a un suelo estéril aumentaron significativamente el pH de 7.57 a 8.79; sin embargo en cuatro de cinco suelos sin esterilizar, con su microflora nativa, promovieron la variación dinámica del pH, con valores significativamente menores a los de los testigos y fluctuaron entre 7.33 y 8.24; además incrementaron el contenido de nitrógeno y potasio.

 

AGRADECIMIENTOS. Este artículo se publica gracias a los recursos financieros del programa PIFI 2012 de la UASLP.

 

LITERATURA CITADA

Alexopoulos C, Mims C and Blackwell M. 1996. Introductory Micology. Fourth Edition. John Wiley and Sons. New York, U.S. 869p.         [ Links ]

Alonso RR, Barranco MB, Gracia RG y Jiménez MG. 2002. Actividad in vivo de Trichoderma harzianum sobre Sclerotium rolfsii en plántulas de tomate. Manejo Integrado de Plagas y Agroecología 66:45-48.         [ Links ]

Atlas R y Barttha L. 2005. Ecología Microbiana y Microbiología Ambiental. Pearson Educación, S. A. Madrid, España. 677p.         [ Links ]

Baker KF and Cook RJ. 1974. Biological Control of Pathogens. W.H. Fremman Company. San Francisco, U.S. 433p.         [ Links ]

Barnett H and Hunter B. 1972. Illustred Genera of Imperfect Fungi. Third Edition. Burgess Publishing Company. Minnesota, U.S. 241p.         [ Links ]

Barer MR and Harwood CR. 1999. Bacterial viability and culturability. Advances in Microbial Physiology 41:93-137.         [ Links ]

Bello A, López-Pérez JA, Díez-Rojo MA, López-Cepero J, García-Álvarez A. 2008. Principios ecológicos en la gestión de los agrosistemas. Arbor, Ciencia, Pensamiento y Cultura 729:19-29.         [ Links ]

Bello A, López-Pérez JA, Sanz R, Escuer M and Herrero J. 2000. Biofumigation and organic amendments. Pp 113-141. In: United Nations Environment Programme (eds). Methyl Bromide Alternatives for North Africa and Southern European Countries. UNEP, French. 244p.         [ Links ]

Brown J and Morra MJ. 2005. Glucosinolate-Containing Seed Meal as a Soil Amendment to Control Plant Pest. National Renewable Energy Laboratory. U.S. Department of Energy. 99p.         [ Links ]

Brown PD and Morra MJ. 1997. Control of soil-borne plant pests using glucosinolate-containing plants. Advances in Agronomy 61:167-231.         [ Links ]

Brown PD, Morra MJ, McCaffrey JP, Auld DL and Williams L III. 1991. Allelochemicals produced during glucosinolate degradation in soil. Journal of Chemical Ecology 17:2021-2034.         [ Links ]

Calbrix R, Barray S, Chabrerie O, Fourrie L and Laval K. 2007. Impact of organic amendments on the dynamics of soil microbial biomass and bacterial communities in cultivated land. Applied Soil Ecolology 35:511-522.         [ Links ]

Castro RR, Herrera IL, Suárez CN, Perera AT y Mesa JT. 1999. Efecto de los residuos de col seca (Brassica oleracea L.) con cobertor plástico transparente sobre la supervivencia de Sclerotium rolfsii Sacc. en semilleros de tabaco. Centro Agrícola 3:5-11.         [ Links ]

Coelho L, Chellemi DO and Mitchell DJ. 1999. Efficacy of solarization and cabbage amendment for the control of Phytophthora spp. in North Florida. Plant Disease 83:293-299.         [ Links ]

Cohen MF, Yamasaki H and Mazzola M. 2005. Brassica napus seed meal soil amendment modifies microbial community structure, nitric oxide production and incidence of Rhizoctonia root rot. Soil Biology and Biochemistry 37:1215-1227.         [ Links ]

Contreras BF, Paolini J y Rivero C. 2005. Efecto de la adición de enmiendas orgánicas sobre la actividad de las enzimas fosfomonoesterasa ácida y arilsulfatasa en suelos del municipio Rivas Dávila (estado Mérida). Revista Facultad de Agronomía (Maracay) 31:53-66.         [ Links ]

Cook R and Baker KF. 1983. The Nature and Practice of Biological Control of Plant Pathogens. American Phytopathological Society. St. Paul, Minnesota. U.S. 539p.         [ Links ]

Cowan ST, Steel KJ, Barrow GI and Feltham RK. 1993. Manual for the Identification of Medical Bacteria. Third Edition. Cambridge University Press. New York, U. S. 331p.         [ Links ]

Díez-Rojo MA, López-Pérez JA, Urbano-Terrón P y Bello A. 2010. Biodesinfección de Suelos y Manejo Agronómico. Ministerio de Medio Ambiente y Medio Rural y Marino. España. 407p.         [ Links ]

Elad Y, Chet I and Katan J. 1980. Trichoderma harzianum: a biocontrol agent effective against Sclerotium rolfsii and Rhizoctonia solani. Phytopathology 70:119-121.         [ Links ]

Escandón M A. 2007. Diagnóstico y manejo biológico de patógenos radicales asociados a la especie ornamental Kallanchoe blossfeldiana Poelln. Tesis Profesional. Universidad Autónoma de San Luis Potosí. Facultad de Agronomía.         [ Links ]

Escobar EN, Mora DJ y Romero JNJ. 2012. Identificación de poblaciones microbianas en compost de residuos orgánicos de fincas cafeteras de Cundinamarca. Boletín Científico Museos de Historia Natural 16:75-88.         [ Links ]

Gamliel A and Stapleton JJ. 1993. Characterization of antifungal volatile compounds evolved from solarized soil amended with cabbage residues. Phytopathology 83:899-905.         [ Links ]

Gardiner JB, Morra MJ, Eberlein CV, Brown PD and Borek V. 1999. Allelochemicals released in soil following incorporation of rapeseed (Brassica napus) green manures. Journal of Agricultural and Food Chemistry 47:3837-3842.         [ Links ]

Gimsing AL and Kirkegaard JA. 2006. Glucosinolate and isothiocyanate concentration in soil following incorporation of Brassica biofumigants. Soil Biology and Biochemistry 38:2255-2264.         [ Links ]

Guédez C, Cañizalez LM, Castillo C y Olivar R. 2009. Microflora asociada a dos sustratos orgánicos y su efecto en el control de Rhizoctonia solani Kühn. Agronomía Colombiana 27:395-399.         [ Links ]

Hoitink HAJ and Boehm MJ. 1999. Biocontrol within the context of soil microbial communities: A substrate-depend phenomenon. Annual Review of Phytopathology 37:427-446.         [ Links ]

Insam H, Franke-Whittle I and Goberna M. 2010. Microbes at Work from Wastes to Resources. Springer. Heidelberg, Germany. 350p.         [ Links ]

Kirkegaard JA and Sarwar M. 1998. Biofiimigation potential of brassicas. I. Variation in plant glucosinolate profiles of diverse field grown brassicas. Plant and Soil 201:71-89.         [ Links ]

Kwasna H, Sierota Z and Bateman GL. 2000. Fungal communities in fallow soil before and after amending with pine sawdust. Applied Soil Ecology 14:177-182.         [ Links ]

Lazarovits G, Conn KL, Abbasi PA and Tenuta M. 2005. Understanding the mode of action of organic soil amendments provides the way for improved management of soilborne plant pathogens. Acta Horticulturae 689:215-224.         [ Links ]

Lazzeri L, Leoni O and Manici LM. 2004. Biocidal plant dried pellets for biofumigation. Industrial Crops and Products 20:59-65.         [ Links ]

Matthiessen JN and Shackleton MA. 2005. Biofumigation: environmental impacts on the biological activity of diverse pure and plant-derived isothiocyanates. Pest Management Science 61:1043-1051.         [ Links ]

Mayton HS, Oliver C, Vaughn SF and Loria R. 1996. Correlation of fungicidal activity of Brassica species with allyl isothiocyanate production in macerated leaf tissue. Phytopathology 86:267-271.         [ Links ]

Mojtahedi H, Santo GS, Hang AN and Wilson JH. 1991. Suppression of root-knot nematode populations with selected rapeseed cultivars as green manure. Journal of Nematology 23:170-174.         [ Links ]

Monreal V CT. 2008. Diagnóstico de enfermedades virales, bacterianas y fúngicas en jitomate y chile mediante técnicas moleculares. Claridades Agropecuarias 173:26-34.         [ Links ]

Morra MJ and Kirkegaard JA. 2002. Isothiocyanate release from soil-incorporated Brassica tissues. Soil Biology and Biochemistry 34:1683-1690.         [ Links ]

Motisi N, Montfort F, Doré T, Romillac N and Lucas P. 2009. Duration of control of two soilborne pathogens following incorporation of above- and below-ground residues of Brassicajuncea into soil. Plant Pathology 58:470-478.         [ Links ]

Muehlchen AM, Rand RE and Parke JL. 1990. Evaluation of crucifer green manures for controlling Aphanomyces root-rot ofpeas. Plant Disease 74:651-654.         [ Links ]

Nico AI, Mónaco CI, Dal Bello G y Alippi H. 2005. Efecto de la adición de enmiendas orgánicas al suelo sobre la capacidad patogénica de Rhizoctonia solani: II. Microflora asociada y antagonismo in vitro de los aislados más frecuentes. Revista de Investigaciones Agropecuarias 34:29-44.         [ Links ]

Nico AI, Mónaco CI, Dal Bello G y Alippi H. 2003. Efecto de la adición de enmiendas orgánicas al suelo sobre la capacidad patogénica de Rhizoctonia solani: test de patogenicidad y actividad biológica de metabolitos volátiles y difusibles. Revista de Investigaciones Agropecuarias 32:173-192.         [ Links ]

Njoroge SMC, Riley MB and Keinath AP. 2008. Effect of incorporation of Brassica spp. residues on population densities of soilborne microorganisms and on damping-off and Fusarium wilt of watermelon. Plant Disease 92:287-294.         [ Links ]

Oliver JD. 2005. The viable but non culturable state in bacteria. Journal of Microbiology 43:93-100.         [ Links ]

Osorio-Nila MA, Vázquez-García LM, Salgado-Siclán ML y González-Esquivel CE. 2005. Efecto de dos enmiendas orgánicas y Trichoderma spp. para controlar Sclerotinia spp. en lechuga. Revista Chapingo Serie Horticultura 11:203-208.         [ Links ]

Paredes-Mendoza M y Espinosa-Victoria D. 2010. Ácidos orgánicos producidos por rizobacterias que solubilizan fosfatos: una revisión crítica. Terra Latinoamericana 28:61-70.         [ Links ]

Ramírez-Villapadua J and Munnecke DE. 1988. Effect of solar heating and soil amendment of cruciferous residuos on Fusarium oxysporum f. sp. conglutinans and other organisms. Phytopathology 78:289-295.         [ Links ]

Ramírez-Villapadua J and Munnecke DE. 1987. Control of cabbage yellow (Fusarium oxysporum f. sp. conglutinans) by solar heating of field soil amended with dry cabbage residues. Plant Disease 71:217-221.         [ Links ]

Reeuwijk LP van. 2002. Procedure for Soil Analysis. 6th Edition. International Soil Reference and Information Centre/FAO. Wageningen, The Netherlands 40p.         [ Links ]

Smolinska U, Morra MJ, Knudsen GR and Brown PD. 1997. Toxicity of glucosinolate degradation products from Brassica napus seed meal to wards Aphanomyces euteiches f. sp. pisi. Phytopathology 87:77-82.         [ Links ]

Snapp SS, Date KU, Kirk W, O'Neil K, Kremen A and Bird G. 2007. Root, shoot tissues of Brassica juncea and Cereal secale promote potato health. Plant and Soil 294:55-72.         [ Links ]

Tenuta M and Lazarovits G. 2004. Soil properties associated with the variable effectiveness of meat and bone meal to kill microsclerotia of Verticillium dahliae. Applied Soil Ecology 25:219-236.         [ Links ]

Tenuta M and Lazarovits G. 2002a. Ammonia and nitrous acid from nitrogenous amendments kill the microsclerotia of Verticillium dahliae. Phytopathology 92:255-264.         [ Links ]

Tenuta M and Lazarovits G. 2002b. Identification of specific soil properties that affect the accumulation and toxicity of ammonia to Verticillium dahliae. Canadian Journal of Plant Pathology 24:219-229.         [ Links ]

Tsao PH and Oster JJ. 1981. Relation of ammonia and nitrous acid to suppression of Phytophtora in soil amended with nitrogenous organic substances. Phytopathology 71:53-59.         [ Links ]

Villar LRC, Zavaleta-Mejía F y García ER. 1990. Efecto de la incorporación de residuos de cruciferas (Brassicae) sobre fitopatógenos del suelo, II. Efecto de la incorporación de col y brocoli sobre la pudrición blanda (Sclerotium cepivorum Berk) de la cebolla, bajo condiciones de invernadero. Revista Mexicana de Fitopatología 8:160-169.         [ Links ]

Wakelin SA, Sivasithamparam K, Cole ALJ and Skipp RA. 1999. Saprophytic growth in soil of a strain of Trichoderma koningii. New Zeland Journal of Agricultural Research 42:37-45.         [ Links ]

Zasada IA, Ferris H, Elmore CL, Roncoroni JA, MacDonald JD, Bolkran LR and Yakabe LE. 2003. Field application of brassicaceous amendments for control of soilborne pests and pathogens. Online. Plant Health Progress doi:10.1094/PHP-2003-1120-01-RS.