Artículos

 

Hormone–induced spawning of wild and captive–grown spotted rose snapper Lutjanus guttatus using carp pituitary suspension and human chorionic gonadotropin*

 

Inducción hormonal con suspensión de pituitaria de carpa y gonadotropina coriónica humana en el pargo manchado Lutjanus guttatus silvestre y criado en cautiverio

 

J Boza–Abarca¹*, S Valverde–Chavarría¹, E Calvo–Vargas¹, M Ramírez–Alvarado¹, E Rodríguez–Gómez²

 

¹ Estación de Biología Marina, Escuela de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional, PO Box 66–5400, Puntarenas, Costa Rica.

² Facultad de Biología Marina, Universidad Jorge Tadeo Lozano, Santa Marta, Colombia.

 

* Corresponding author:
E–mail: jboza@una.ac.cr

 

Received June 2010
Accepted February 2011

 

RESUMEN

Se estudio la inducción hormonal al desove del pargo manchado Lutjanus guttatus utilizando peces silvestres y peces criados en jaulas flotantes. Las hormonas utilizadas fueron la suspensión de pituitaria de carpa (SPC) y la gonadotropina coriónica humana (GCh). Las hembras silvestres (0.7–2.1 kg de peso corporal (PC), n = 18) se capturaron mediante el uso de anzuelos y línea de fondo en el Golfo de Nicoya, Costa Rica, y fueron inducidas a la maduración final y ovulación en el laboratorio. En el primer experimento, se evaluaron cinco dosis de SPC y el desove se observó con las dosis más altas (4.0 y 4.5 mg SPC kg^–1 PC). Las dosis que se aplicaron fueron más bajas que las utilizadas para otras especies de lutjánidos en condiciones similares. En el segundo experimento, se realizó una comparación entre los protocolos utilizados para SPC y GCh con peces criados en jaulas flotantes (n = 30 hembras, 462–995 g; n = 60 machos, 400–600 g); la producción de huevos fue más consistente para el protocolo de la GCh. En el tercer experimento y con peces criados en jaulas flotantes (n = 12 hembras, 368–977 g; n = 24 machos, 400–600 g), se utilizaron dos inyecciones sucesivas con diferentes dosis de GCh para medir la respuesta de las hembras a la GCh y la fertilidad de los huevos desovados. Los experimentos confirman que dos dosis sucesivas de 900 y 700 UI kg^–1 PC resultan en un número mayor de huevos desovados y mejores porcentajes de fertilización.

Palbras clave: Lutjanus guttatus, pargo manchado, inducción hormonal, desove, fertilización.

 

ABSTRACT

Hormone–induced spawning of the spotted rose snapper Lutjanus guttatus was studied using wild and cage–grown fish. Carp pituitary suspension (CPS) and human chorionic gonadotropin (hCG) were assessed. Wild females (0.7–2.1 kg body weight (BW), n = 18) were collected by hook and line in the Gulf of Nicoya, Costa Rica, to induce final maturation and ovulation in the laboratory. In the first experiment, five doses of CPS were evaluated and spawning was only observed at the higher doses (4.0 and 4.5 mg CPS kg^–1 BW); the doses used were lower than for other species under similar conditions. In the second experiment, CPS and hCG protocols were compared using cage–grown broodstock (n = 30 females, 462–995 g; n = 60 males, 400–600 g); egg production was more consistent for the hCG protocol. In the third experiment, cage–grown fish (n = 12 females, 368–977 g; n = 24 males, 400–600 g) were used to assess the female response to hCG and the fertility of the spawned eggs; two successive injections of different hCG doses were tested. The results confirm that two successive doses of 900 and 700 IU hCG kg^–1 BW result in the highest number of eggs spawned and the best fertilization rates.

Key words: Lutjanus guttatus, spotted rose snapper, hormonal induction, spawning, fertilization.

 

INTRODUCCIÓN

El pargo manchado Lutjanus guttatus se encuentra distribuido en forma natural a lo largo de la costa pacífica, desde el Golfo de California hasta Perú (Grimes 1987, Fischer et al. 1995, Rojas et al. 2004, Ibarra–Castro y Duncan 2007, Boza–Abarca et al. 2008). Esta especie vive cerca de los arrecifes de coral y en las zonas rocosas cercanas a la costa, y puede crecer hasta 80 cm de longitud total (LT) (Fischer et al. 1995). En la costa pacífica de Costa Rica es una de las especies más importantes comercialmente: las capturas en el Golfo de Nicoya representan el 99.5% de la captura total de la pesca artesanal (Siefke 1995, Rojas 1997a), con cifras reportadas que varían de 118 a 299 t (Soto et al. 2009). El pargo manchado se encuentra reproductivamente activo en todos los meses del año, con dos picos de actividad en abril y en octubre (Rojas 1997b), similar a lo registrado en México (Arellano–Martínez et al. 2001, Ibarra–Castro y Duncan 2007). Este comportamiento coincide con el inicio y el fin de la época lluviosa. Durante esta época, los machos maduros y las hembras maduras pueden ser capturados vivos por los pescadores artesanales, mediante el uso de anzuelos, a profundidades de 30 a 50 m (Valverde y Boza 1999).

Las especies de pargo han sido evaluadas y recomendadas para actividades de maricultura debido a que son manipulables, aceptan el alimento artificial y no son agresivas entre sí cuando se encuentran en altas densidades (Arnold et al. 1978, Tucker y Jory 1991, Benetti y Wilson 1996, Cano 2003, Boza–Abarca et al. 2008). Ibarra–Castro y Duncan (2007) detallaron la importancia comercial de la especie, y otros autores resaltan el interés de la industria pesquera y de la acuicultura para desarrollar el cultivo de las especies de pargos (Tucker y Jory 1991, Benetti y Wilson 1996, Leu et al. 2003, Dumas et al. 2004, Ogle y Lotz 2006, Ibarra–Castro y Duncan 2007, Boza–Abarca et al. 2008, Ibarra–Castro y Alvarez–Lajonchere 2009).

En otras especies de pargo, las dosis de diferentes hormonas suministradas para inducir el desove varían desde concentraciones muy bajas hasta concentraciones muy altas, siendo variables los resultados en el desove (Singhagraiwan y Doi 1993; Emata et al. 1994, 1999; Clarke et al. 1997; Watanabe et al. 1998; Fielder et al. 2002; Emata 2003; Dumas et al. 2004). Por lo tanto, es importante determinar bajo qué condiciones se debe suministrar una dosis hormonal, tomando en cuenta la condición de los peces.

Recientemente, Ibarra et al. (2004) indujeron el desove de L. guttatus utilizando implantes del análogo de la hormona liberadora de la hormona luteinizante (LHRHa), con dosis de 25 ó 75 kg^–1 de peso corporal (PC). Ibarra–Castro y Duncan (2007) determinaron que los implantes con dosis de 75 µg kg^–1 PC indujeron la liberación de huevos en un porcentaje altamente significativo (86.1%). Ibarra–Castro y Alvarez–Lajonchere (2009) presentaron resultados detallados que demuestran la eficiencia de los implantes del análogo de la hormona liberadora de la gonadotropina (GnRHa) en peces silvestres y criados en cautiverio de pargo manchado.

En Costa Rica, el control de la reproducción del pargo manchado mediante el uso de preparados hormonales se inició con la utilización de suspensión de pituitaria de carpa (SPC). En un estudio preliminar las hembras silvestres fueron inyectadas con una dosis de 4.0 mg SPC kg^–1 PC y después de 24 h éstas liberaron 11,550–12,550 huevos (Valverde y Boza 1999). Debido a los resultados positivos, se realizaron varios experimentos que evaluaron la respuesta de las hembras a la inducción hormonal con la gonadotropina coriónica humana (GCh). Boza–Abarca et al. (2008) indujeron el desove en L. guttatus (engordado en jaulas) de 605 ± 98 g PC y 36.4 ± 2.1 cm LT utilizando dos inyecciones de GCh (la primera inyección fue de 900 UI GCh kg^–1 PC y la segunda de 700 UI GCh kg^–1 PC); después de 9 a 12 h, las hembras liberaron los huevos.

El objetivo del presente estudio fue determinar el efecto de SPC sobre la inducción al desove en hembras silvestres y hembras criadas en jaulas flotantes, y desarrollar y optimizar el protocolo del desove utilizando GCh en hembras de pargo manchado criadas en jaulas flotantes.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

Debido a la variabilidad en las dosis aplicadas en diferentes especies de pargo, se planteó la realización de tres experimentos con el fin de determinar el efecto de diferentes dosis hormonales de SPC y GCh en hembras maduras de L. guttatus. En el primer experimento (junio–diciembre de 1998) se utilizaron hembras salvajes, las cuales se inyectaron una sola vez con dosis crecientes de SPC. En el segundo experimento (febrero de 2001–agosto de 2002) se utilizaron hembras engordadas en jaulas flotantes, las cuales se inyectaron una sola vez con dosis hormonales crecientes de SPC y GCh. En el tercer experimento (febrero de 2001–agosto de 2002) se utilizaron hembras engordadas en jaulas flotantes, las cuales se inyectaron con dosis hormonales crecientes de SPC y GCh suministradas en dos inyecciones en un intervalo de 24 h. Del análisis de cada experimento se determinó cuál hormona y qué dosis debe aplicarse a las hembras de pargo manchado para obtener desoves exitosos, y qué criterios utilizar al realizar la inducción hormonal al desove.

Reproductores

Para el primer experimento, se recolectaron hembras silvestres maduras (n = 18) mediante el uso de anzuelos de fondo (palangre) y línea en la región externa del Golfo de Nicoya, Costa Rica (7–8 h en la línea de palangre). Solamente se seleccionaron hembras con ovocitos entre 350 y 400 µm de diámetro. En el segundo y el tercer experimento se recolectaron juveniles silvestres por medio de anzuelos en áreas de la región interna del Golfo de Nicoya. Alrededor de 400 juveniles fueron colocados en jaulas flotantes (4 × 4 × 3 m, 48 m³) y engordados como se describe en Boza–Abarca et al. (2008) durante un año (febrero de 2001–febrero de 2002). Los peces capturados y los criados en las jaulas flotantes se transportaron (8:00 a.m.) a la Estación de Biología Marina, en Puntarenas, por medio de una lancha con motor fuera de borda y un tanque con aireación (150 L). El agua se cambió varias veces durante los transportes, los cuales duraron de 0.5–1 h.

La SPC (Sigma, Argent, USA) se disolvió en una solución salina (0.9% NaCl) a la concentración específica a ser evaluada en el primer y el segundo experimento. La GCh (Chorulon, Intervet Int. B.V., Boxmeer, Holland) utilizada en el segundo y el tercer experimento se preparó disolviendo el polvo liofilizado (1500 UI) en una solución estéril de NaH2PO4/Na2HPO4 (1.5 mL). Cuando se trasportaron los peces al laboratorio, se preparó un tanque pequeño (150 L) con una solución anestesiadora (sulfato de quinaldina o MS–222, l0–100 mg L^–1, Phoenix, USA). Los peces se anestesiaron y pesaron (balanza Sartorius, ±0.1 g). Se tomó una biopsia ovárica succionando suavemente los ovocitos mediante un tubo plástico de polietileno (0.75 mm de diámetro interno) que fue insertado a través del oviducto (1–2 cm). El diámetro de los ovocitos se midió al azar (±0.01 mm, n = 50) y en fresco con un estereomicroscopio de luz directa. Todas las hembras fueron inyectadas con la hormona intramuscularmente (jeringa de 1 mL) en la parte posterior de la base de la aleta dorsal inmediatamente después de la biopsia ovárica. Durante todos los experimentos, los tanques fueron suministrados con aireación diaria y un intercambio constante de agua. La temperatura y la salinidad se midieron en cada tanque, y fluctuaron entre 26 y 28 °C y entre 30 y 32, respectivamente. El oxígeno permaneció entre 5.5 y 6.6 g L^–1.

Experimentos

Todos los experimentos se realizaron una vez que los peces llegaron a la Estación de Biología Marina (8:00 a.m.). En el primer experimento se utilizaron solamente las hembras silvestres capturadas (0.7–2.1 kg PC, n = 18) para evaluar el efecto de diferentes concentraciones de SPC sobre el desove. Todas las hembras se colocaron individualmente en tanques de 1 t. Las dosis hormonales de SPC se suministraron en una única inyección y se evaluaron por triplicado, según los siguientes tratamientos: control (solución salina), 1.25, 2.5, 3.75, 4.0 y 4.5 mg SPC kg^–1 PC.

En el segundo experimento, se utilizaron hembras (462–995 g, n = 30) y machos (400–600 g, n = 60) engordados en las jaulas flotantes con el fin de evaluar el efecto de diferentes concentraciones de SPC y GCh sobre el desove. Las hembras se colocaron individualmente en tanques de 2.5 t y se inyectaron una sola vez con diferentes dosis de GCh o de SPC (n = 3 para cada tratamiento hormonal). Por cada hembra se adicionaron dos machos cuyo semen fue fluido. Los machos recibieron una inyección de 200 UI GCh kg^–1 PC o de 2 mg SPC kg^–1 PC, según el tratamiento, al mismo tiempo que se inyectaron las hembras. Las dosis utilizadas para las hembras fueron: 0 (control, solamente el diluyente), 250, 500, 750 y 900 UI GCh kg^–1 PC; y 0, 1.25, 2.5, 3.75 y 4.0 mg SPC kg^–1 PC.

En el tercer experimento se usaron hembras (368–977 g, n = 12) y machos (400–600 g, n = 24) engordados en jaulas para evaluar el efecto de las dosis de GCh sobre el desove; las dosis se suministraron en dos inyecciones sucesivas. En cada tanque de 2.5 t se colocaron una hembra y dos machos. Las hembras recibieron dos inyecciones sucesivas de GCh, en un intervalo de tiempo de 24 h, con las siguientes dosis: 750 + 250, 900 + 300, 700 + 700 y 900 + 700 UI GCh kg^–1 PC. Todos los tratamientos se realizaron por triplicado. En este caso, todas las hembras se anestesiaron antes de la segunda inyección e inyectaron después de obtener una segunda biopsia ovárica. Los machos recibieron una sola inyección de 200 UI GCh kg^–1 PC al mismo tiempo de la segunda inyección suministrada a las hembras.

En todos los experimentos, cada tanque se revisó regularmente para detectar huevos desovados, los cuales flotan en el agua. Una vez que se detectó el desove, se registró el número de horas transcurridas entre la aplicación de la segunda inyección y el desove (periodo de latencia), y los huevos flotantes se concentraron en el colector. Después de 48 h de iniciado el experimento, se sacaron los peces de los tanques y se estimó el número total de huevos desovados restantes tomando una muestra de volumen conocido y contando los huevos.

La tasa de fertilización se determinó en tres muestras, de 100 huevos cada una, contando el número de huevos con desarrollo embrionario y el número de huevos no fertilizados. El porcentaje de fertilización (%F) se determinó mediante la siguiente fórmula:

De las biopsias ováricas, se midió (+0.01 mm) con un estereoscopio (Meiji EMZ–5TR) el diámetro inicial promedio de los ovocitos a las 0 h (I0) y el diámetro promedio de los ovocitos a las 24 h (I24) de 100 (experimento I) ó 30 ovocitos (experimentos II y III). El porcentaje de incremento en el diámetro de los ovocitos después de 24 h (PI) se calculó como:

Los datos se analizaron mediante un análisis de varianza de una vía (SPSS 13) para detectar diferencias en los diámetros de los ovocitos a las 0 y 24 h, y entre los tratamientos. Para determinar el efecto de los tratamientos hormonales sobre el desarrollo del ovocito, se agruparon los datos de todas la hembras que recibieron dosis de SPC en los experimentos I y II, así como los de las hembras que recibieron dosis de GCh en los experimentos II y III, y se graficaron y compararon mediante un análisis de regresión.

 

RESULTADOS

Experimento I

Las hembras silvestres en el grupo control y en el tratamiento con 1.25 mg SPC kg^–1 PC no desovaron. Solamente una hembra desovó con la dosis de 2.5 mg SPC kg^–1 PC, mientras que en los tratamientos con dosis de 3.75, 4.0 y 4.5 mg SPC kg^–1 PC desovaron dos hembras por tratamiento (tabla 1). Las hembras del tratamiento 3.75 mg SPC kg^–1 PC produjeron pocos huevos, pero las hembras tratadas con 4.0 mg SPC kg^–1 PC produjeron 115,500 y 125,500 huevos, aunque la diferencia entre las dosis suministradas fue muy poca. En la dosis de 4.5 mg SPC kg^–1 PC, una hembra produjo 46,600 huevos, mientras que la otra hembra produjo muy pocos huevos. El tiempo promedio entre la inyección y el desove (periodo de latencia) fue de 28 ± 7.7 h, aunque varió de 22 h (tratamiento 4.5 mg SPC kg^–1 PC) hasta 44 h (tratamiento 3.75 mg SPC kg^–1 PC). El diámetro promedio de los huevos desovados fue 0.723 ± 0.027 mm (n = 100). Después de 24 h, se detectaron diferencias significativas (P < 0.05) en el incremento en diámetro de los ovocitos.

Experimento II

Ninguna hembra desovó en el tratamiento de control ni en el de 1.25 mg SPC kg^–1 PC (tabla 2). En los tratamientos de 2.5, 3.75 y 4.0 mg SPC kg^–1 PC solamente desovó una hembra por tratamiento. El periodo de latencia fue de 25 h en los tratamientos de 2.5 y 3.75 mg SPC kg^–1 PC, y 28 h en el tratamiento 4.0 mg SPC kg^–1 PC. No se detectaron diferencias significativas (P > 0.05) entre los diámetros de los ovocitos iniciales, pero sí existieron diferencias entre los diámetros a las 24 h (P < 0.05). El mayor incremento en el diámetro de los ovocitos se observó en el tratamiento de 4.0 mg SPC kg^–1 PC, cuyo valor fue de 23.7 ± 7.3%. El diámetro máximo de los huevos fue de 0.830 ± 0.085 mm en el tratamiento de 4.0 mg SPC kg^–1 PC, correspondiendo también al mayor número de huevos producidos (119,100 huevos) y el porcentaje de fertilización más alto (60%, tabla 2).

El periodo de latencia más corto fue de 32 h con el tratamiento de 900 UI GCh kg^–1 PC y el periodo más largo fue de 34 h con los tratamientos de 500 y 750 UI GCh kg^–1 PC. No existieron diferencias significativas (P > 0.05) entre los diámetros iniciales de los ovocitos para cada tratamiento, pero se observaron diferencias significativas en el diámetro promedio de los ovocitos a las 24 h en los tratamientos de 750 y 900 UI GCh kg^–1 PC (P < 0.05). El incremento en diámetro de los ovocitos entre los tratamientos fue significativamente diferente (P < 0.05), siendo el valor más alto (25.8 ± 13.3%) para el tratamiento de 900 UI GCh kg^–1 PC. El diámetro máximo de los huevos desovados fue 0.909 mm y se observó en el mismo tratamiento. En el tratamiento de 500 UI GCh kg^–1 PC sólo una hembra desovó (4,113 huevos) y no ocurrió la fertilización, mientras que en el tratamiento de 750 UI GCh kg^–1 PC una hembra desovó (31,000 huevos) y ocurrió una fertilización de 45%. Todas las hembras desovaron con el tratamiento de 900 UI GCh kg^–1 PC, produciendo de 27,500–73,000 huevos con porcentajes de fertilización de 85–95% (tabla 2).

Experimento III

El periodo de latencia ocurrió entre 9 y 14 h después de la segunda inyección (tabla 3), un periodo más corto que el obtenido con la aplicación de una sola inyección. No se observaron diferencias significativas (P > 0.05) entre los diámetros iniciales promedio de los ovocitos entre tratamientos, pero hubo diferencias significativas entre los diámetros promedio de los ovocitos a las 24 h (P < 0.05). El incremento en el diámetro de los ovocitos a las 24 h después de la primera inyección fue mayor en los tratamientos de 700 + 700 y 900 + 700 UI GCh kg^–1 PC. A diferencia de los otros experimentos, en todos los tratamientos al menos una hembra desovó y produjo huevos fertilizados. Dos hembras tratadas con la dosis de 750 + 250 UI GCh kg^–1 PC, dos de las tratadas con la dosis 900 + 300 UI GCh kg^–1 PC y una hembra tratada con la dosis de 700 + 700 UI GCh kg^–1 PC desovaron (tabla 3). Todas las hembras tratadas con la dosis de 900 + 700 UI GCh kg^–1 PC desovaron mayor cantidad de huevos (104,000–163,400 huevos) al compararlos con los otros tratamientos (P < 0.05), y la tasa de fertilización fue más alta en dos de las hembras (90–100%).

Para poder observar el efecto de las dosis de la hormona SPC, se agruparon todas las hembras que recibieron este tratamiento y se graficaron las dosis contra el diámetro inicial de los ovocitos y el diámetro de los ovocitos a las 24 h de las hembras desovadas y no desovadas (fig. 1). Los resultados muestran una correlación significativa positiva (P < 0.05) entre el diámetro promedio de los ovocitos a las 24 h y las dosis de SPC. Las hembras cuyo diámetro promedio de ovocito a las 24 h superó los 0.450 mm (hembras criadas en cautiverio) y 0.800 mm (hembras silvestres) desovaron. Se observó una correlación significativa positiva (P < 0.05) entre el incremento en diámetro de los ovocitos y las dosis de SPC (fig. 2). En el caso de las hembras silvestres, sólo aquellas que superaron el 80% de incremento en el diámetro de los ovocitos desovaron.

Las hembras criadas en jaulas flotantes y tratadas con dosis de GCh desovaron cuando el diámetro promedio de los ovocitos a las 24 h fue superior a 0.450 mm, utilizando dosis mayores de 800 UI GCh kg^–1 PC (fig. 3). Al relacionar el incremento en el diámetro de los ovocitos a las 24 h con la dosis hormonal de GCh (fig. 4) se observa que, para hembras criadas en jaulas flotantes, los ovocitos deben tener un incremento de al menos un 15% en el diámetro promedio para poder desovar.

 

DISCUSIÓN

La SPC se ha utilizado principalmente en especies de agua dulce, y el presente estudio es uno de los primeros trabajos en utilizar esta hormona para la inducción al desove en L. guttatus. La SPC suministrada intramuscularmente provocó incrementos en el diámetro de los ovocitos de más de 100% en dosis superiores a los 3.75 mg SPC kg^–1 PC. El número de huevos desovados en los tratamientos de 3.75 y 4.0 mg CPS kg^–1 PC fue muy diferente, si se toma en cuenta que las dosis son similares (tabla 1). Esto probablemente se deba al número reducido de hembras utilizadas (n = 3) en cada tratamiento. Las hembras salvajes desovaron una sola vez, comportamiento que se ha observado también al aplicar otras hormonas (Ibarra–Castro y Duncan 2007, Ibarra–Castro y Alvarez–Lajonchere 2009).

En el primer y el segundo experimento se demostró que la SPC puede ser un agente efectivo para inducir la maduración final y la ovulación en hembras de L. guttatus. El efecto fue evidente en las dosis altas (tabla 1). Cuando se utilizaron 3.75, 4.0 y 4.5 mg CPS kg^–1 PC, dos de las hembras desovaron por tratamiento y solamente una no lo hizo. La SPC es una alternativa viable al uso de otras hormonas y se puede utilizar en casos de emergencia; por ejemplo, la falta o accesibilidad a la GCh o a la GnRHa. En este estudio, al utilizar SPC, los desoves ocurrieron entre 22 y 44 h después de la segunda inyección (periodo de latencia). En comparación con otras especies como Lutjanus argentimaculatus, L. campechanus, L. johnii y L. griseus, las cuales fueron inyectadas una vez con GCh, los desoves ocurrieron 24–56 h después de la inyección (Emata et al. 1994, 1999; Cabrera etal. 1998; Watanabe et al. 1998; Bourque y Phelps 2007; Boza–Abarca et al. 2008).

La captura y el manejo de peces silvestres pueden retrasar la maduración final y la ovulación, incrementándose el periodo de latencia (Bromage 1995). En este estudio, las hembras salvajes duraron 7–8 h retenidas en la línea de anzuelos, y se tomó al menos 0.5–1.0 h para llegar al laboratorio. Este protocolo representa condiciones estresantes para los peces. Sin embargo, al utilizar las hembras criadas en jaulas flotantes (experimento II), los resultados son comparables a los obtenidos para las hembras silvestres (experimento I).

En el caso de la GCh (experimentos II y III) se observó que las dosis efectivas utilizadas en este trabajo se encuentran en el intervalo de las dosis aplicadas en otras especies. En algunos trabajos la cantidad de GCh necesaria para inducir el desove en L. analis, L. argentimaculatus, L. campechanus, y L. griseus fluctuó entre 1000 y 6300 UI GCh kg^–1 PC (Minton et al. 1983, Emata et al. 1994, Rosas et al. 1998, Watanabe et al. 1998), mientras que en otros estudios se necesitaron dosis de 100–500 UI GCh kg^–1 PC para L. johnii y L. argentimaculatus (Lim et al. 1985, Singhagraiwan y Doi 1993).

En el presente estudio, los peces criados en jaulas flotantes maduraron a 368–987 g PC y 32–36 cm LT, lo cual representa una ventaja al aplicar protocolos de inducción hormonal, debido a que la cantidad de hormona necesaria para inducir al desove es menor. En L. guttatus no es necesario criar los peces hasta su peso máximo, debido a que pueden madurar mucho antes. Los machos y las hembras utilizados en los diferentes experimentos no pesaron más de 1 kg.

Lutjanus guttatus se caracteriza por ser gonocorista por grupos (Ibarra et al. 2004, Ibarra–Castro y Duncan 2007, Boza–Abarca et al. 2008), siendo el patrón de desarrollo de los ovocitos asincrónico. Esto es consistente con otras especies que muestran polimodalidad una vez que las hembras alcanzan la madurez (Grimes 1987). Sin embargo, se observó una distribución unimodal del diámetro de los ovocitos en L. analis antes de lograr un desove inducido exitoso (Watanabe et al. 1998). Así, las dosis hormonales aplicadas a peces silvestres deberían ser ajustadas a las 24 h, cuando se aplican al menos dos dosis, con base en el resultado obtenido de una biopsia ovárica.

El proceso de reclutamiento de los ovocitos maduros provenientes del total de ovocitos primarios no está esclarecido en los lutjánidos, y la relación entre el número de modas y número de desoves tampoco es clara (Grimes 1987, Watanabe et al. 1998). En nuestro laboratorio se ha observado que los ovocitos de L. guttatus entre 0.500 y 0.600 mm pueden presentar gotas de aceite, pero aún no ha ocurrido la migración de la vesícula germinal (datos no publicados). Esto evidencia que la estimulación hormonal adelanta el desarrollo del ovocito hasta el estado de gota de aceite, antes que el ovocito esté listo para la ovulación. El grupo de ovocitos que están listos para ser desovados recibirán la última estimulación, lo cual a su vez afecta a los ovocitos que no estaban listos para ser desovados; esto provoca la liberación de una gran cantidad de huevos con una fracción alta de pobre calidad. De esta manera, la dosis hormonal a ser aplicada está condicionada al diámetro promedio del ovocito, al peso total, a la edad y al estrés de los peces durante todo el proceso de inducción.

Se observaron diferencias en los periodos de latencia cuando se inyectaron los peces una o dos veces. En el segundo experimento, cinco de las doce hembras inyectadas con GCh desovaron después de más de 24 h, mientras que tres desovaron al ser inyectadas con SPC. Esto puede explicarse suponiendo que algunos de los tratamientos en los cuales se utilizaron dosis bajas en la primera inyección no estimularon lo suficiente para inducir el desove en las primeras 24 h. Los tiempos de ovulación reportados por Tucker (1998) varían desde horas (L. analis, dos inyecciones, 33 h; L. argentimaculatus, 27 h; L. griseus, 31–70 h) hasta días (L. argentimaculatus, 24–264 h; L. johnii, 36–132 h), al utilizar diferentes tratamientos de GCh y otras hormonas (Lim et al. 1985, Singhagraiwan y Doi 1993, Tucker 1998, Watanabe et al. 1998, Cabrera et al. 1998). Después de la inducción en hembras de L. argentimaculatus con GnRHa se determinó un periodo de latencia de 38.0–38.5 h (Emata 2003), mientras que con L. guttatus se registró un tiempo de latencia de 32–40 h (Ibarra–Castro y Duncan 2007). En el presente estudio, el periodo de latencia con una sola inyección de GCh fue de 32–34 h, mientras que con dos inyecciones el periodo fue de 9–14 h, a partir de la segunda inyección. Sin embargo, si se toma en cuenta el intervalo de tiempo entre la primera y la segunda inyección (24 h), los valores son similares a los reportados por Ibarra–Castro y Duncan (2007).

Con una inyección (experimento II) de 900 UI GCh kg^–1 PC no se produjeron más de 73,000 huevos, mientras que con las dos inyecciones (experimento III) se produjeron desoves de más de 100,000 huevos. Tucker (1998) afirma que una práctica usual es el de distribuir las inyecciones en un tiempo prudencial no menor de 24 h, garantizando los niveles altos de la hormona en la sangre. El número necesario de inyecciones y el intervalo entre inyecciones va a depender también de la especie, el grado inicial de madurez y la temperatura del agua.

La variabilidad en la respuesta a los tratamientos aplicados a las hembras de L. guttatus se puede deber a diferencias durante la estimulación final. En algunas especies, la GCh tiene una baja biopotencia y se requieren dosis altas o inyecciones múltiples. En el tercer experimento, los peces se inyectaron dos veces y el estímulo del tratamiento hormonal se mantuvo por un periodo más largo. La gran cantidad de huevos desovados y los altos porcentajes de fertilización relacionados con altas dosis de GCh (900 + 700 UI GCh kg^–1 PC) demuestran que el estímulo se sostuvo el tiempo suficiente para producir buenos resultados. Probablemente la utilización de cápsulas liberadoras conteniendo GnRHa, LHRHa o la misma GCh como tratamientos sea una forma más efectiva de estimulación (Mugnier et al. 2000). Zohar y Mylonas (2001) sugieren utilizar estos sistemas liberadores para evitar la necesidad de tratamientos múltiples e inducir desoves múltiples en peces con una fisiología ovárica asincrónica o sincrónica por grupos múltiples. Ibarra–Castro y Duncan (2007) e Ibarra–Castro y Alvarez–Lajonchere (2009) demostraron que dosis variables de GnRHa inducen al desove en hembras silvestres de L. guttatus con pesos relativamente parecidos a los utilizados en este trabajo y con ovocitos vitelógenicos tardíos con un diámetro de 0.430 mm. Además, el modelo propuesto por Ibarra–Castro y Duncan (2007) propone que las hembras con ovocitos con un diámetro entre 0.440 y 0.500 mm producirán alrededor de 100,000 huevos utilizando dosis de 240–280 |ag GnRHa kg^–1 PC.

Algunos autores han reportado desoves naturales meses después de realizar una inducción hormonal al desove con GCh (Cano 2003, Boza–Abarca et al. 2008), mientras que otros autores reportan desoves en otras especies de lutjánidos sin necesidad de estímulo (Singhagraiwan y Doi 1993, Avíles–Quevedo et al. 1996, Papanikos et al. 2003, Leu et al. 2003). Se ha documentado la relación entre la sincronización del desove con variables ambientales como la temperatura y el fotoperiodo (Arnold et al. 1978, Emata 2003, Boza–Abarca et al. 2008), mientras que otros autores no han obtenido esta relación con otras especies (Davis y West 1993, Jackson et al. 2006). Lo anterior demuestra que es posible obtener desoves espontáneos en el laboratorio durante la época natural de desove, con peces adaptados a las condiciones (ambiental y nutricional) de cautiverio propicias para su maduración y desove, pero es necesaria una estimulación durante aquellos periodos fuera de la época de desove.

En conclusión, para la inducción al desove de L. guttatus con SPC se recomienda una dosis de 4.0 mg kg^–1 PC suministrada en una inyección. Para el caso de la GCh, se recomienda una dosis de 1600 UI kg^–1 PC dividida en dos dosis, una dosis inicial de 900 UI kg^–1 PC y una segunda, suministrada 24 h depués de la primera, de 700 UI kg^–1 PC. La dosis de GCh se puede readecuar mediante una biopsia ovárica, con el fin de determinar la dosis con base en el diámetro máximo y el grado de hidratación de los ovocitos. Sin embargo, es importante continuar con la estandarización de las dosis y evitar el estrés generado por la toma de una biopsia a las 24 h en futuros trabajos.

 

AGRADECIMIENTOS

Este trabajo fue financiado por la Ley del Atún No. 6267. Los autores agradecen al capitán O Torres por cooperar en las recolecciones y el transporte de los peces silvestres y criados en las jaulas. También se agradece a los revisores anónimos su revisión detallada del manuscrito.

 

REFERENCIAS

Arellano–Martínez M, Rojas–Herrera A, García–Domínguez F, Caballos–Vazquez BP, Villarejo–Fuerte M. 2001. Ciclo reproductivo del pargo lunajero Lutjanus guttatus (Steindachner 1869) en las costas de Guerrero, México. Rev. Biol. Mar. Oceanogr. 36: 1–8.         [ Links ]

Arnold C, Wakeman J, Williams T, Treece G. 1978. Spawning of red snapper (Lutjanus campechanus) in captivity. Aquaculture 15: 301–302.         [ Links ]

Avilés–Quevedo A, Reyes L, Valdés S, Hirales O, Rodríguez R, McGregor U, Lizawa M. 1996. Manejo de reproductores y producción de huevos de pargo amarillo Lutjanus argentiventris (Peters 1869) bajo condiciones de cultivo. In: Silva A, Merino G (eds.), Acuicultura en Latinoamérica. IX Congreso Latinoamericano de Acuicultura. 2° Simposio Avances y Perspectivas de la Acuacultura en Chile. Coquimbo, Chile, pp. 244–247.         [ Links ]

Benetti D, Wilson E. 1996. Estado actual y perspectivas del cultivo de peces marinos en el Ecuador. In: Silva A, Merino G (eds.), Acuicultura en Latinoamérica. IX Congreso Latinoamericano de Acuicultura. 2° Simposio Avances y Perspectivas de la Acuacultura en Chile. Coquimbo, Chile, pp. 5–14.         [ Links ]

Bourque BD, Phelps RP. 2007. Induced spawning and egg quality evaluation of red snapper, Lutjanus campechanus. J. World Aquacult. Soc. 38: 208–217.         [ Links ]

Boza–Abarca J, Calvo–Vargas E, Solís–Ortiz N, Komen J. 2008. Induced spawning and larval rearing of spotted rose snapper, Lutjanus guttatus, at the Marine Biology Station, Puntarenas, Costa Rica. Cienc. Mar. 34: 239–252.         [ Links ]

Bromage NR. 1995. Broodstock management and egg and seed quality. In: Bromage NR, Roberts RJ (eds.), Broodstock Management and Egg and Larval Quality. Blackwell, Oxford, pp. 1–24.         [ Links ]

Cabrera JR, Cabrera TB, Millán JQ. 1998. Spawning induction of the mangrove snapper, Lutjanus griseus Linnaeus (Pisces: Lutjanidae), maturated in captivity. Arq. Cien. Mar. 31(1–2): 57–63.         [ Links ]

Cano A. 2003. Reproduction in captivity and cultivation of the Pacific rose spotted snapper Lutjanus guttatus in the Republic of Panama. World Aquaculture 2003. World Aquaculture Society, pp. 153.         [ Links ]

Clarke ME, Domeier ML, Laroche WA. 1997. Development of larvae and juveniles of the mutton snapper (Lutjanus analis), lane snapper (Lutjanus synagris) and yellowtail snapper (Lutjanus chrysurus). Bull. Mar. Sci. 61: 511–537.         [ Links ]

Davis TLO, West GJ. 1993. Maturation, reproductive seasonality, fecundity, and spawning frequency in Lutjanus vittus (Quoy and Gaimard) from the North West Shelf of Australia. Fish. Bull. 91: 224–236.         [ Links ]

Dumas S, Rosales–Velásquez M, Contreras–Olguín M, Hernández–Ceballos D, Silverberg N. 2004. Gonadal maturation in captivity and hormone–induced spawning of the Pacific red snapper Lutjanus peru. Aquaculture 234: 615–623.         [ Links ]

Emata AC. 2003. Reproductive performance in induced and spontaneous spawning of the mangrove red snapper, Lutjanus argentimaculatus: A potencial candidate species for sustainable aquaculture. Aquacult. Res. 34: 849–857.         [ Links ]

Emata A, Eullaran B, Bagarinao T. 1994. Induced spawning and early life description of the mangrove red snapper, Lutjanus argentimaculatus. Aquaculture 121: 381–387.         [ Links ]

Emata A, Damaso J, Eullaran B. 1999. Growth, maturity and induced spawning of mangrove red snapper, Lutjanus argentimaculatus, broodstock reared in concrete tanks. Isr. J. Aquacult./Bamidgeh 51(2): 58–64.         [ Links ]

Fielder DS, Bardsley WJ, Allan GL, Pankhurst PM. 2002. Effect of photoperiod on growth and survival of snapper Pagrus auratus larvae. Aquaculture 211: 135–150.         [ Links ]

Fischer W, Krupp F, Schneider W, Sommer C, Carpenter K, Niem V. 1995. Guía FAO para la identificación de especies para los fines de la pesca. Pacífico centro–oriental. Vol. III. Vertebrados: Parte 2. FAO, Rome, pp. 1201–1813.         [ Links ]

Grimes C. 1987. Reproductive biology of the Lutjanidae: A review. In: Polovina JJ, Ralston S (eds.), Tropical Snappers and Groupers Ecology and Fisheries Management. Westview Press, Boulder, pp. 239–294.         [ Links ]

Ibarra L, Dumas S, Duncan N. 2004. Gonad development and LHRHa–induced spawning in female spotted rose snapper Lutjanus guttatus. Abstract, 5th International Symposium on Fish Endocrinology. 5–9 September, Castellón, Spain, 1 pp.         [ Links ]

Ibarra–Castro L, Duncan NJ. 2007. GnRHa–induced spawning of wild–caught spotted rose snapper Lutjanus guttatus. Aquaculture 272: 737–746.         [ Links ]

Ibarra–Castro L, Alvarez–Lajonchere L. 2009. Improved induced–spawning protocol for the spotted rose snapper (Lutjanus guttatus). Isr. J. Aquacult./Bamidgeh 61:121–133.         [ Links ]

Jackson MW, Nieland DL, Cowan JH. 2006. Diel spawning periodicity of red snapper Lutjanus campechanus in the northern Gulf of Mexico. J. Fish Biol. 68: 695–706.         [ Links ]

Leu MY, Chen IH, Fang LS. 2003. Natural spawning and rearing of mangrove red snapper, Lutjanus argentimaculatus, larvae in captivity. Isr. J. Aquacult./Bamidgeh 55: 22–30.         [ Links ]

Lim LC, Cheong L, Lee HB, Heng HH. 1985. Induced breeding studies of the John's snapper, Lutjanus johni (Bloch), in Singapore. Singapore J. Prim. Ind. 13: 70–83.         [ Links ]

Minton RV, Hawke JP, Tatum WM. 1983. Hormone induced spawning of red snapper, Lutjanus campechanus. Aquaculture 30: 1–4.         [ Links ]

Mugnier C, Guennoc M, Lebegue E, Fostier A, Breton B. 2000. Induction and synchronization of spawning in cultivated turbot (Scophthalmus maximus L.) broodstock by implantation of a sustainable–release GnRH–a pellet. Aquaculture 181: 241–255.         [ Links ]

Ogle JT, Lotz JM. 2006. Characterization of an experimental indoor larval production system for red snapper. North Am. J. Aquacult. 68: 86–91.         [ Links ]

Papanikos N, Phelps RP, Williams K, Ferry A, Maus D. 2003. Egg and larval quality of natural and induced spawns of red snapper, Lutjanus campechanus. Fish Physiol. Biochem. 28: 487–488.         [ Links ]

Rojas JR. 1997a. Hábitos alimentarios del pargo mancha Lutjanus guttatus (Pisces: Lutjanidae) en el Golfo de Nicoya, Costa Rica. Rev. Biol. Trop. 44/45: 471–476.         [ Links ]

Rojas JR. 1997b. Fecundidad y época de reproducción del pargo mancha Lutjanus guttatus (Pisces: Lutjanidae) en el Golfo de Nicoya, Costa Rica. Rev. Biol. Trop. 44/45: 477–487.         [ Links ]

Rojas JR, Maravilla E, Chicas B. 2004. Hábitos alimentarios del pargo mancha Lutjanus guttatus (Pisces: Lutjanidae) en Los Cóbanos y Puerto La Libertad, El Salvador. Rev. Biol. Trop. 52: 163–170.         [ Links ]

Rosas JC, Cabrera TB, Millán JQ. 1998. Inducción al desove del pargo de mangle, Lutjanus griseus Linnaeus (Pisces: Lutjanidae), sexualmente maduro en cautiverio. Arq. Cien. Mar. 31: 57–63.         [ Links ]

Siefke K. 1995. Zur Fischerei und Populations dynamik des "pargo de la mancha" (Lutjanus guttatus) im Golf von Nicoya, Costa Rica. M.Sc. thesis, Center for Tropical Marine Ecology, University of Bremen, Germany, 72 pp.         [ Links ]

Singhagraiwan T, Doi M. 1993. Induced spawning and larval rearing of the red snapper, Lutjanus argentimaculatus, at the Eastern Marine Fisheries Development Center. Thai Mar. Fish. Res. Bull. 4: 45–57.         [ Links ]

Soto RLR, Mejía–Arana F, Palacios JA, Hiramatsu K. 2009. Reproducción y crecimiento del pargo mancha Lutjanus guttatus (Pisces: Lutjanidae) en el Golfo de Nicoya, Costa Rica. Rev. Biol. Trop. 57: 125–131.         [ Links ]

Tucker J, Jory D. 1991. Marine fish culture in the Caribbean region. World Aquacult. 22: 10–25.         [ Links ]

Tucker JW Jr. 1998. Marine Fish Culture. 1st ed. Kluwer Academic Publishers, Netherlands, 750 pp.         [ Links ]

Valverde S, Boza JA. 1999. Inducción al desove en hembras del pargo mancha, Lutjanus guttatus (Steindachner 1869). UNICIENCIA 15–16: 65–69.         [ Links ]

Watanabe W, Ellis E, Ellis S, Chaves J, Manfredi C. 1998. Artificial propagation of mutton snapper Lutjanus analis, a new candidate marine fish species for aquaculture. J. World Aquacult. Soc. 29: 176–187.         [ Links ]

Zohar Y, Mylonas C. 2001. Endocrine manipulation of spawning in cultured fish: From hormones to genes. Aquaculture 197: 99–136.         [ Links ]

 

NOTA

*Descargar versión bilingüe (Inglés–Español) en formato PDF.