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Introducción
A partir de la pandemia ocasionada por el SARS-CoV-2, existe un incremento de conciencia en la relación de las superficies contaminadas con la trasmisión de patógenos asociados a la atención dental, lo cual ha resaltado la necesidad de métodos efectivos para la limpieza y desinfección de superficies inertes1. Los procedimientos dentales involucran el contacto del equipo dental o instrumental con el tejido estéril o con las membranas mucosas del paciente2, siendo un riesgo importante estos procedimientos en la vía de entrada de microbios patógenos; no desinfectar o esterilizar adecuadamente las superficies de los dispositivos y equipos dentales puede provocar la transmisión de infecciones3.
En odontología, el control de infecciones es un asunto relevante para prevenir la propagación de enfermedades, por lo que la desinfección de superficies es un método para reducir el riesgo de contacto con virus e interrumpir su propagación4; por tanto, es necesario tener el conocimiento de cuándo se debe de realizar el proceso de desinfección o esterilización; aunque ambos eliminan patógenos, solo la esterilización elimina endoesporas5. La desinfección y esterilización de los aditamentos y dispositivos en odontología para la atención del paciente se divide en tres niveles, dependiendo de la intención de uso de cada objeto: crítica (contacto con tejido estéril o hueso: esterilización), semicrítrica (contacto con membranas de la mucosa o piel no intacta: esterilización o desinfección de nivel medio) y no crítica (contacto piel intacta: desinfección de nivel medio o bajo)6,7.
Los microorganismos que contaminan el entorno ambiental de las clínicas dentales representan una fuente importante de transmisión de infecciones asociadas con los procedimientos dentales. Se ha reportado que la transmisión de las infecciones en un entorno clínico es causada por los residuos de la microbiota endógena o por bacterias patógenas del paciente8. Cuando esta microbiota endógena encuentra superficies inertes de aditamentos y equipos dentales que no se desinfectan adecuadamente, se contaminan por virus y bacterias9. En las clínicas dentales, las infecciones se pueden adquirir a través de los microorganismos provenientes de los aerosoles, líneas de agua, sangre, saliva y secreciones respiratorias por microorganismos del medio ambiente, de la cavidad oral o del tracto respiratorio, por lo que la limpieza de las superficies en los consultorios dentales debe de realizarse antes y después de atender a cada paciente10,11.
Existen características deseables para una solución desinfectante: debe dar muerte a una amplia variedad de microorganismos patógenos sin causar la aparición de formas resistentes; su acción debe ser eficaz y eficiente, incluso en la presencia de materia orgánica. Asimismo, la exposición al desinfectante no debe dañar a los humanos o al medio ambiente, contar con costo accesible, olor agradable y una vida útil prolongada6. Las formulaciones de desinfectantes más utilizadas en la actualidad son los compuestos del amonio cuaternario, con propiedades surfactantes anfóteras que poseen compuestos de iones poliatómicos cargados positivamente12 entre los productos químicos más populares de desinfección está el peróxido de hidrógeno, el hipoclorito de sodio, los compuestos de amonio cuaternario y el glutaraldehído7, aunque este último desprende vapores de alta toxicidad cuando se emplea al 2%13.
En una clínica dental hay superficies con mayor susceptibilidad a contaminación continua, debido a que están más expuestas a los microorganismos o involucran mayor contacto del personal dental (apagador de la luz dental, rayos X, punta de la jeringa triple, eyector), lo que permite alojar poblaciones microbianas heterogéneas, con algunos patógenos oportunistas para el humano; cuando estas superficies son tocadas por las manos del personal, una vez contaminadas son un vehículo para la contaminación de superficies14, por lo que la desinfección de superficies es uno de los procedimientos obligatorios para el control de infecciones15. La debida atención para una adecuada limpieza, desinfección y esterilización debe ser garantizada en la práctica dental de rutina para evitar infecciones cruzadas13,14. Por lo tanto, la implementación estricta y adecuada de medidas de control de infecciones es fundamental para la seguridad de los pacientes y odontólogos15. El objetivo de este estudio fue evaluar la eficacia antibacteriana de diferentes soluciones desinfectantes comerciales empleadas por tres días durante las jornadas clínicas sobre diferentes superficies críticas y aditamentos del sillón dental en una clínica dental pediátrica. Se cuantificaron los microorganismos totales recuperados de cada superficie evaluada y se identificaron los microorganismos con potencial patógeno.
Material y métodos
Este estudio fue aprobado por el comité de ética de la Facultad de Estomatología, de la Universidad Autónoma de San Luis Potosí (UASLP) (CEI-FE-005-016). El lugar de realización de este estudio fue la clínica del posgrado de Odontopediatría de la Facultad de Estomatología de la Universidad Autónoma de San Luis Potosí. Entre los criterios de inclusión de los sillones dentales estudiados estaba que hubiesen sido utilizados por el mismo profesional durante cada turno laboral, y que atendiera entre cinco y diez pacientes por día. La toma de muestras se realizó durante tres días consecutivos, por lo que solo se incluyeron los sillones que cumplieran con los criterios de inclusión durante este periodo. De acuerdo con el cronograma de pacientes citados por el estudiante durante su jornada laboral, se realizó la selección del sillón dental que cumpliera con los criterios de inclusión. Los criterios de exclusión de los sillones dentales fueron que no hubiesen cumplido con el número de pacientes atendidos durante los turnos o que no se realizará una de las tres tomas de muestras de las superficies.
Desinfección de superficies
Previo al inicio del estudio, se aplicó un riguroso protocolo de limpieza y desinfección de todos los sillones dentales de la clínica a estudiar; se utilizó hipoclorito de sodio al 0.5% (NaClO) como estándar de oro en todas las superficies. Las soluciones evaluadas fueron: NaClO al 0.5%, dióxido de cloro (ClO2 a una concentración de aplicación de 50 ppm), dos soluciones de CAQ de 5.ª generación y una de 3.ª generación (Tabla 1). Previa aleatorización de las unidades dentales, se asignó el desinfectante a utilizar en cada una de ellas; los desinfectantes fueron preparados siguiendo las instrucciones de cada uno de los fabricantes en el laboratorio de Microbiología de la Facultad de Estomatología de la UASLP; las soluciones desinfectantes se colocaron en botellas iguales con atomizador, etiquetadas con un número que identificaba al producto; el investigador principal era el único que conocía el producto asignado a cada número. Se procedió a realizar el protocolo de desinfección entre cada paciente durante el turno laboral, lo cual fue realizado por dos participantes de este estudio que desconocían el producto que aplicaban. La desinfección de las superficies se realizó vía aerosol, rociando la superficie a desinfectar hasta humedecerla visiblemente con un atomizador (0.6 ml/cm2), se empleó una limpieza mecánica de las superficies con una toalla desechable multiusos frotando en varias direcciones durante un minuto, se dejó húmeda la superficie durante los siguientes cinco minutos, y posteriormente se hizo la recolección de muestras. Estos procedimientos se realizaron durante tres días, antes del primer paciente del día y entre cada paciente atendido en cada sillón dental.
Tabla 1 Soluciones desinfectantes evaluadas en este estudio
| Solución | Nombre comercial | Composición descrita en la etiqueta o ficha técnica | Manufactura |
|---|---|---|---|
| Dióxido de cloro | TwinOxide® | Dióxido de cloro 0.3% | TwinOxide International B. V. Países Bajos. |
| Amonio cuaternario de 5.ª generación | FD 300® | Combinación de efecto sinérgico de alquilaminas y compuestos de amonio cuaternario. 100 g de FD 300 contienen 12 g de 3-aminopropil-dodecil-1,3-propandiamina, 7 g de propionato de didecil-metil-poli(oxietil) amonio, así como 5-15 % de tensioactivos no iónicos, < 5% de agentes complejantes, < 5% de componentes detergentes alcalinos, adyuvantes y agua. | Dürr Dental Orochemie GmbH + Co. KG, Alemania. |
| Amonio cuaternario de 5.ª generación | Septalkan® | Cloruro de didecildimetilamonio. Cloruro de alquilbencildimetilamonio (Amonios cuaternarios de cuarta y quinta generación). | Alkapharm, Francia. |
| Amonio cuaternario de 3.ª generación | Bactogem EQ-110® | En el envase se describe que contiene: sales cuaternarias de amonio de amplio espectro. No se encontró ficha técnica. | México. |
Recolección de muestras
La toma de muestras se realizó en tres superficies diferentes del sillón dental: punta de la jeringa triple, boquilla o conector del eyector de succión y superficie de la escupidera. El protocolo de desinfección inicial se hizo en el día uno, antes de cualquier intervención y de iniciar la primera jornada clínica. Posteriormente se hizo la toma de la muestra basal (día uno), la segunda toma de muestra fue de seguimiento (día dos) y la tercera muestra final fue después del último paciente atendido durante la última jornada (día tres). La toma de muestras se realizó con un hisopo estéril de punta de algodón previamente humedecido con agua destilada estéril, frotándolo en diez ocasiones sobre cada superficie. Los hisopos fueron colocados en un tubo contenedor con 5 ml de medio de transporte de caldo de soya.
Cuantificación de UFC
Las muestras se agitaron vigorosamente durante diez segundos en un agitador vórtex; se realizaron diluciones seriadas, tomando 500 µL con una pipeta con una punta estéril de las muestras basales, las cuales fueron transferidas a un tubo de ensayo con 4.5 ml de PBS estéril; se agitó durante 30 segundos, y se realizaron las diluciones 10-1, 10-2, 10-3, 10-4, 10-5, 10-6 y 10-7. Una vez realizadas las diluciones seriadas, se tomaron 100 µL de cada una de ellas y se sembraron en placas de agar soya tripticasa. Las placas de cultivo se incubaron a 36 °C±1.5 °C durante 24 a 48 horas. De los cultivos crecidos fueron contadas las unidades formadoras de colonias UFC / ml del crecimiento microbiano con ayuda de una cámara cuenta colonias. La determinación de la presencia de Staphylococcus aureus, Enterococcus spp, Pseudomonas aeruginosa y Candida spp se realizó a partir del cultivo primario tanto de la muestra basal inicial como de la final. Se realizó un subcultivo punzando aleatoriamente diez colonias de cada cultivo de Agar de Soya tripticasa resembrando por la técnica de cultivo puro en placas de cultivo selectivo. Para la identificación de las especies se utilizaron medios selectivos, diferenciales cromogénicos CHROMagarTM Staph aureus, CHROMagarTM Orientador, CHROMagarTM Pseudomonas y CHROMagarTM Candida, la identificación de las especies de acuerdo a las características y color de las colonias se realizó de acuerdo a las instrucciones del fabricante y a la experiencia del investigador principal. Estas placas selectivas fueron incubadas a 36 °C±1.5 °C durante 24 a 48 horas. Se evaluó el crecimiento macroscópico de las colonias en los medios diferenciales cromógenos comerciales. Además, se realizó un frotis y tinción de Gram y, una subsecuente resiembra en medios diferenciales para su confirmación, utilizando Agar manitol salado, Agar Enterocococcel, Agar Cetrimida y Agar MacConkey.
Para el análisis estadístico, los datos se capturaron en el programa SPSS versión 20 (IBM. Chicago, Estados Unidos). En la estadística descriptiva se obtuvieron las medianas, medias, desviaciones estándar e intervalos de confianza al 95% de los conteos de crecimiento bacteriano con los diferentes desinfectantes en los tres tiempos y en las diferentes superficies evaluadas. Se obtuvieron las frecuencias de la presencia de las bacterias patógenas en los tiempos basal y final. Para el análisis inferencial, se determinó la normalidad de los datos mediante pruebas de Shapiro-Wilk y la esfericidad con la prueba de Mauchly. Para identificar diferencias en el crecimiento bacteriano considerando los diferentes tiempos, los desinfectantes y las superficies se realizó un modelo de ANOVA bifactorial de medidas repetidas. Para determinar diferencias en la presencia de bacterias entre los tiempos basal y final se hicieron pruebas de McNemar. Tanto para la ANOVA bifactorial como para la prueba de McNemar se consideraron los valores de p ≤0.05 como estadísticamente significativos.
Resultados
Los resultados del efecto de los desinfectantes evaluados sobre el crecimiento microbiano (evaluado en Log10) por superficie estudiada se muestran en la Tabla 2, el conteo de UFC de la muestra del día uno siempre fue mayor en comparación con la muestra del segundo día y de la muestra final al tercer día. La eficacia de las soluciones desinfectantes se consideró a partir de una reducción ≥3 Log10 del crecimiento bacteriano en relación con el crecimiento de la muestra 1, además se consideró el tiempo de aplicación de las soluciones desinfectantes y la superficie estudiada. La mayor eficacia en la reducción del crecimiento bacteriano fue la observada con la aplicación del CAQ de 5.ª generación al 3% (FD 300®) con una reducción >5 Log10 en la punta de la jeringa triple, conector del eyector y un crecimiento nulo en la superficie de la escupidera. El CAQ de 5.ª generación (Septalkan®) evaluado fue la segunda solución desinfectante con mayor eficacia en la reducción del crecimiento bacteriano con una reducción de entre 3 y 4 Log10, siendo particularmente eficaz en la reducción del crecimiento bacteriano de la punta de la jeringa triple. El NaClO al 0.5% obtuvo una reducción superior a los 3 Log10, por lo que demostró ser altamente eficaz en la reducción del crecimiento bacteriano en las superficies de las escupideras, siendo menos eficaz en la desinfección de los conectores del eyector y aún menos sobre las superficies de las puntas de las jeringas triples. El ClO2 (TwinOxide®) mostró una eficacia similar al NaClO al 0.5% con efectos reductores del crecimiento bacteriano de entre 3 y 4 Log10 en las tres superficies evaluadas. El CAQ de 3.ª generación (Bactogem EQ-110®) obtuvo la menor reducción, con reducciones de entre 2 y 3 Log10.
Tabla 2 Efecto de los desinfectantes evaluados sobre el crecimiento bacteriano (Log10) en las superficies estudiadas
| Desinfectante | Estadísticos | Punta de la jeringa triple Log10 | Boquilla del eyector Log10 | Escupidera Log10 | |||||||
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| Basal (1.er día) | 2.o día | Final (3.er día) | Basal (1.er día) | 2.o día | Final (3.er día) | Basal (1.er día) | 2.o día | Final (3.er día) | |||
| Septalkan® | Media | 7.00 | 5.25 | 3.25 | 7.25 | 4.75 | 4.50 | 9.25 | 2.00 | 2.25 | |
| IC 95% | Mín. | 5.70 | 3.73 | -.28 | 5.73 | 3.23 | 3.58 | 7.73 | -1.90 | -1.93 | |
| Máx. | 8.30 | 6.77 | 6.78 | 8.77 | 6.27 | 5.42 | 10.77 | 5.90 | 6.43 | ||
| Mediana | 7.00 | 5.50 | 4.00 | 7.50 | 4.50 | 4.50 | 9.50 | 1.50 | 2.00 | ||
| Desv. típ. | .816 | .957 | 2.217 | .957 | .957 | .577 | .957 | 2.449 | 2.630 | ||
| NaClO 0.5% | Media | 7.00 | 5.75 | 3.75 | 8.00 | 6.00 | 3.25 | 8.25 | 5.25 | 2.00 | |
| IC 95% | Mín. | 3.10 | 3.03 | -.43 | 6.70 | 2.56 | -.51 | 4.97 | -.76 | -1.67 | |
| Máx. | 10.90 | 8.47 | 7.93 | 9.30 | 9.44 | 7.01 | 11.53 | 11.26 | 5.67 | ||
| Mediana | 7.00 | 5.50 | 4.50 | 8.00 | 6.50 | 4.00 | 8.50 | 6.00 | 2.00 | ||
| Desv. típ. | 2.449 | 1.708 | 2.630 | .816 | 2.160 | 2.363 | 2.062 | 3.775 | 2.309 | ||
| TwinOxide® | Media | 8.00 | 6.25 | 4.50 | 8.50 | 7.75 | 4.75 | 9.50 | 7.50 | 3.50 | |
| IC 95% | Mín. | 6.70 | 2.72 | 2.91 | 6.45 | 6.95 | 2.75 | 8.58 | 5.45 | -.29 | |
| Máx. | 9.30 | 9.78 | 6.09 | 10.55 | 8.55 | 6.75 | 10.42 | 9.55 | 7.29 | ||
| Mediana | 8.00 | 6.00 | 4.00 | 8.50 | 8.00 | 5.00 | 9.50 | 7.50 | 4.50 | ||
| Desv. típ. | .816 | 2.217 | 1.000 | 1.291 | .500 | 1.258 | .577 | 1.291 | 2.380 | ||
| FD 300® | Media | 7.25 | 4.75 | .50 | 7.50 | 3.75 | 2.75 | 9.25 | 4.75 | - | |
| IC 95% | Mín. | 5.25 | 3.95 | -1.09 | 3.71 | -.82 | -.26 | 6.86 | 2.36 | - | |
| Máx. | 9.25 | 5.55 | 2.09 | 11.29 | 8.32 | 5.76 | 11.64 | 7.14 | - | ||
| Mediana | 7.00 | 5.00 | .00 | 8.50 | 4.50 | 3.50 | 10.00 | 5.00 | - | ||
| Desv. típ. | 1.258 | .500 | 1.000 | 2.380 | 2.872 | 1.893 | 1.500 | 1.500 | - | ||
| Bactogem EQ-110® | Media | 7.50 | 6.00 | 5.75 | 8.50 | 6.50 | 6.00 | 7.75 | 5.25 | 5.75 | |
| IC 95% | Mín. | 4.74 | 4.70 | 4.95 | 7.58 | 5.58 | 4.70 | 3.57 | 2.86 | 4.95 | |
| Máx. | 10.26 | 7.30 | 6.55 | 9.42 | 7.42 | 7.30 | 11.93 | 7.64 | 6.55 | ||
| Mediana | 7.00 | 6.00 | 6.00 | 8.50 | 6.50 | 6.00 | 8.50 | 5.00 | 6.00 | ||
| Desv. típ. | 1.732 | .816 | .500 | .577 | .577 | .816 | 2.630 | 1.500 | .500 | ||
La frecuencia de microorganismos patógenos antes y después del uso de desinfectantes de acuerdo con los aislamientos selectivos de las superficies evaluadas se muestra en la Tabla 3. Se observó que todas las soluciones evaluadas fueron efectivas en reducir la presencia de los microorganismos encontrados (E. faecalis, KESC, P. aeruginosa, E. coli), excepto para el caso de S. aureus (Tabla 3). Las pruebas de McNemar demostraron que las diferencias eran estadísticamente significativas en la reducción de E. faecalis y KESC; en el caso del S. aureus la diferencia representó la falta de eficacia; en P. aeruginosa y E. coli se obtuvo una reducción en su totalidad por lo que no aplicó el cálculo.
Tabla 3 Frecuencias de bacterias patógenas por especie antes y después del uso de los desinfectantes en las tres superficies evaluadas.
| Crecimiento bacteriano | Frecuencia por especies bacterianas | |||||||||
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| P. aeruginosa | S. aureus | E. faecalis | E. coli | KESC | ||||||
| Basal | Final | Basal | Final | Basal | Final | Basal | Final | Basal | Final | |
| Negativo | 32 | 60 | 47 | 35 | 39 | 56 | 54 | 60 | 34 | 54 |
| Positivo | 28 | 0 | 13 | 25 | 21 | 4 | 6 | 0 | 26 | 6 |
| p* | - | 0.029 | <0.001 | - | <0.001 | |||||
*Prueba de McNemar
KESC= Complejo Kliebsiella, Enterobacter, Serratia, Citrobacter.
Para comparar la eficacia de los diferentes desinfectantes se realizó un ANOVA bifactorial de medidas repetidas, no todos los grupos pasaron la prueba de normalidad de Shapiro-Wilk ni la prueba de homocedasticidad de Levene. Sin embargo, los datos sí pasaron la prueba de esfericidad de Mauchly (W de Mauchly 0.977, gl 2, p =0.603), por lo que fueron considerados como homogéneos. Para la interpretación de los contrastes multivariados se utilizó la prueba Traza de Pillai, la cual mostró diferencias estadísticas significativas en los diferentes contrastes evaluados: a) crecimiento bacteriano versus desinfectante evaluado (F =9.769, gl 4, p <0.001), b) crecimiento bacteriano versus tiempo de recolección de la muestras de las superficies (F =116.808, p <0.001), c) la interacción de los tiempos de recolección de las muestras versus el desinfectante (F =4.182, p <0.001) y d) la interacción de los tiempos de la recolección de las muestras versus las superficies evaluadas (F =3.769, p =0.007) (Figura 1A-C). Las comparaciones por pares de los desinfectantes mostraron que FD 300® al 3% y Septalkan® fueron los más eficientes respecto al resto de los desinfectantes evaluados. La comparación del efecto de la reducción del crecimiento bacteriano en las tres superficies críticas demostró diferencia significativa en todos los grupos excepto en Septalkan® vs. NaClO 0.5%; Septalkan® vs. FD 300®, y TwinOxide® vs. Bactogem EQ-110® (Tabla 4). Las comparaciones por pares de los tres tiempos evaluados (día uno como muestra basal, día dos y día tres como muestra final) mostraron diferencias significativas (p ≤0.05) entre todos ellos, lo que demuestra que a mayor tiempo y constancia de aplicación de los desinfectantes es mayor su efecto de reducción bacteriana (Tabla 4).
Tabla 4 Diferencias comparativas del efecto de reducción del crecimiento bacteriano de los desinfectantes en las tres superficies y entre los tres periodos de tiempo
| Desinfectante | Desinfectante | p | Intervalo de confianza al 95% para la diferenciab | |
|---|---|---|---|---|
| Límite inferior | Límite superior | |||
| NaClO 0.5% | Septalkan® | .338 | -.450 | 1.283 |
| FD 300® | .029 | .105 | 1.839 | |
| TwinOxide | Septalkan® | .000 | .772 | 2.506 |
| NaClO 0.5% | .007 | .355 | 2.089 | |
| FD 300® | .000 | 1.328 | 3.061 | |
| Bactogem EQ-110® | .748 | -.728 | 1.006 | |
| FD 300® | Septalkan® | .203 | -1.422 | .311 |
| Bactogem EQ-110® | Septalkan® | .001 | .633 | 2.367 |
| NaClO 0.5% | .015 | .217 | 1.950 | |
| FD 300® | .000 | 1.189 | 2.922 | |
| Tiempo | Tiempo | p | Intervalo de confianza al 95% para la diferenciab | |
| Límite inferior | Límite superior | |||
| 1.er día (basal) | 2.o día | .000 | 2.042 | 3.158 |
| 3.er día (final) | .000 | 3.926 | 5.141 | |
| 2.o día | 3.er día (final) | .000 | 1.296 | 2.570 |
Discusión
El uso correcto de desinfectantes previa limpieza rigurosa y meticulosa evitará los riesgos de infecciones cruzadas en las clínicas dentales; la elección adecuada y eficaz de la solución desinfectante para las superficies del sillón y el equipo dental es un factor clave, ya que se ha reportado que son fuente de contaminación cruzada entre pacientes, por lo que es necesaria una adecuada desinfección7,16. El presente estudio comparó el efecto de la reducción del crecimiento bacteriano con cinco desinfectantes comerciales en tres superficies críticas de sillones dentales de una clínica dental pediátrica. El primer resultado obtenido en este estudio demostró que el CAQ de 5.ª generación al 3% (FD 300®) logró la mayor reducción de UFC en la punta de la punta de la jeringa triple y en la boquilla del eyector, y logró inhibir el crecimiento bacteriano en el tercer día de evaluación en la escupidera. El CAQ de 5.ª generación (Septalkan®) fue el segundo desinfectante con mayor reducción de UFC, el NaClO 0.5% y el ClO2 obtuvieron resultados similares, mientras que el CAQ de 3.ª generación (Bactogem EQ-110®) obtuvo la menor reducción de UFC.
Se ha determinado que en las clínicas dentales hay superficies y equipo con mayor riesgo de contaminación que otras, ya que son más utilizadas, lo que significa que sus superficies están en mayor contacto con el odontólogo y asistente, inclusive con el paciente, por lo que tienen mayor grado de exposición a los microorganismos17. En este estudio, se eligió la escupidera del sillón dental que es una fuente generadora de bacterias y está en contacto directo con fluidos como saliva y sangre, la boquilla del eyector de succión que contribuye a la reducción del aerosol generado por los instrumentos rotatorios y que normalmente está funcionando durante la mayoría de los tratamientos dentales y la punta de la jeringa triple que está expuesta al campo operatorio. Otra razón por la cual se eligieron estas superficies fue porque los aerosoles generados por el equipo rotatorio alcanzan un grado de dispersión de hasta 2.5 metros, por lo que las concentraciones de microorganismos son mayores estando más cercanas a la boca del paciente18.
Los CAQ de 5.ª generación tienen un amplio espectro bactericida, fungicida y viricida, tienen un excelente desempeño germicida en condiciones difíciles19; en este estudio los CAQ de 5.ª generación (FD 300®, Septalkan®) demostraron los mayores valores de reducción microbiana. Los CAQ están compuestos por iones poliatómicos positivos20; sin embargo, estudios han evidenciado que los CAQ no son generalmente eficaces contra los poliovirus, los rinovirus y la hepatitis A21. Christensen et al., en su estudio, demostraron la actividad antibacteriana de los CAQ contra Pseudomonas, Salmonella y Staphylococcus pero no observaron efecto contra micobacterias y poliovirus22; no obstante, habrá que considerar la generación, concentración y tiempo de acción.
El NaClO al 0.5% ha demostrado suficiente efectividad para la limpieza de superficies de las estaciones de trabajo de las clínicas dentales, y es considerado uno de los desinfectantes más utilizados mundialmente23, 24. Los resultados de este estudio demostraron menor eficacia del NaClO al 0.5% que los desinfectantes de CAQ; sin embargo, demostró mejor eficacia en la reducción de microorganismos de la escupidera que de la punta de la jeringa triple y que de la boquilla del eyector. El ClO2 tuvo un efecto muy similar al NaClO al 0.05%, ambos son utilizados para desinfectar superficies inanimadas y una de sus principales ventajas es que el ClO2 no es corrosivo25, 26. Los biocidas que contienen cloro se utilizan para la descontaminación de superficies, en forma de hipoclorito, son baratos y fáciles de producir. El ClO2 es un biocida altamente oxidativo fabricado para la desinfección del agua; con una actividad desinfectante menos influenciada por el pH dando lugar a trazas de subproductos poco dañinos, a diferencia de los tratamientos convencionales con otros compuestos clorados27, 28. Patel et al. demostraron que el ClO2 es efectivo contra S. aureus, P. aeruginosa, S. mutans, Candida albicans, Bacillus subtilis, Mycobacterium tuberculosis, Mycobacterium avium subsp. avium y el virus de la Hepatitis B29. En este estudio el desinfectante evaluado TwinOxide® consiste en ClO2 estabilizado al 0.3% con una pureza de ClO2 superior al 99% y una estabilidad superior a treinta días según sus instrucciones y sin subproductos ni residuos como cloro libre o clorito, mata bacterias, hongos, levaduras, virus y esporas, por lo que es una alternativa para desinfección por contacto de superficies y equipos30.
Por último, el desinfectante con menor acción fue CAQ de 3.ª generación; a pesar de su incremento en la actividad biocida y mayor detergencia versus los amonios cuaternarios de primera y segunda generación, en este estudio fue el desinfectante con menor eficacia en la reducción bacteriana la punta de la jeringa triple, escupidera y boquilla del eyector.
El segundo resultado de este estudió demostró la presencia basal de P. aeruginosa, S. aureus, E. faecalis, E. coli y complejos Kliebsiella, Enterobacter, Serratia, Citrobacter (KESC), y tras el protocolo de desinfección aplicando las soluciones evaluadas se logró eliminar totalmente P. aeruginosa y E. coli. Se obtuvo una reducción con diferencia estadísticamente significativa de E. faecalis y KESC, sin embargo, en el caso de S. aureus, lo resultados obtenidos no demostraron una reducción estadísticamente significativa. Diversos estudios han reportado que algunas bacterias que pueden causar riesgos de infecciones vinculadas a la práctica dental son S. pneumoniae, Mycobacterium tuberculosis, Klebsiella pneumoniae, E. coli, Legionella pneumophila y P. aeruginosa31, en nuestro estudio identificamos de estas bacterias a P. aeruginosa y el complejo KESC. Otros estudios han reportado que una de las superficies con mayor contaminación es la escupidera con un alto número de UFC, lo cual coincide con el resultado obtenido en este estudio, mientras que otros estudios han identificado a otros microorganismos como Klebsiella pneumoniae, Shigella sonnei y Staphylococcus aureus18.
El tercer resultado de este estudio demostró la eficacia de los desinfectantes, ya que se determinaron diferencias estadísticas significativas en el crecimiento bacteriano versus los desinfectantes evaluados, demostrando que los CAQ de 5.ª generación reducen significativamente el crecimiento bacteriano versus el NaClO, ClO2 y el CAQ de 3.a generación. Se determinó una diferencia entre el crecimiento microbiano obtenido entre la muestra inicial y la muestra final, lo que significa que a mayor tiempo y constancia en su aplicación se tiene mayor eficacia. Por último se demostró diferencia significativa en la interacción de los tiempos (basal y final) versus el desinfectante y las superficies, lo que significa que mientras transcurren las jornadas laborales de la clínica dental pediátrica y que a mayor número de aplicaciones de los desinfectantes en las superficies evaluadas de las unidades dentales hubo una mayor reducción del crecimiento bacteriano.
Estudios futuros a largo plazo y de otras superficies críticas en las clínicas dentales deberán de ser realizados, así como evaluar otros tipos de desinfectantes disponibles para uso médico. Es recomendable que el personal de la clínica dental esté capacitado y entrenado para realizar los procesos de desinfección, y seguir los protocolos de desinfección estandarizados previamente establecidos, así como el uso adecuado de barreras en los procedimientos clínicos32,33.
Conclusiones
La implementación de un protocolo de limpieza y desinfección aplicado entre cada paciente durante tres días de jornadas de trabajo en una clínica dental pediátrica demostró ser eficaz en la reducción de las UFC aisladas de tres superficies críticas en las unidades dentales: punta de la jeringa triple, conector del eyector de succión y la escupidera, los CAQ de 5.ª generación Septalkan® y FD 300® fueron los más eficaces, seguido del ClO2 (TwinOxide®) y el NaClO al 0.5%. El CAQ de 3.a generación resultó insuficiente para reducir las cuentas microbianas aisladas. El crecimiento bacteriano disminuyó con todos los desinfectantes evaluados conforme transcurrían los periodos de evaluación en las tres superficies críticas evaluadas en las unidades dentales.
