Localización

Los trabajos experimentales fueron realizados en el laboratorio de Microbiología de la Universidad Técnica Estatal de Quevedo (UTEQ), ubicado en el km 6.5 vía Quevedo - El Empalme, cantón Mocache, provincia Los Ríos, Ecuador (01º 04’ 48.6” S, 79º 32’ 42” O), a una altitud de 66 metros.

Diseño Experimental

Para establecer el grado de protección de las bacterias, se implementó un Diseño Completamente al Azar (DCA) con seis tratamientos y tres repeticiones, cada una compuesta por tres unidades experimentales. Para evaluar las modificaciones de pH, se utilizó un DCA con siete tratamientos y tres repeticiones, cada una compuesta por tres unidades experimentales. Para evaluar el efecto bioestimulante y de biorremediación sobre el proceso de germinación, se llevó a cabo un Diseño Completamente al Azar (DCA con seis tratamientos y tres repeticiones, cada una compuesta por tres unidades experimentales.

Aislamiento e Identificación de Bacterias de Suelos con Tratamiento Orgánico y Químico

Se recolectaron dos muestras de suelo con tratamiento orgánico (400 g) y suelos con tratamiento químico (400 g) en una zona de cultivos bananeros del cantón Rocafuerte, provincia Manabí, Ecuador. Cada muestra estuvo compuesta de cuatro submuestras de 100 g cada una, tomadas al azar recorriendo el terreno en zig-zag. Las muestras permanecieron almacenadas en fundas Ziploc dentro de una hielera para su transporte al laboratorio.

Para evaluar la carga bacteriana total en cada muestra de suelo (Unidades Formadoras de Colonias: UFC g^-1), se utilizó la metodología de recuento en placa, que consiste en realizar diluciones seriadas 1:10 y extender 100 µL de cada dilución en una placa. Las placas se incubaron hasta que las colonias fueron apreciables para su recuento (^{Santana-Flores et al., 2020}). Después de 24-48 h, se determinó el número total de UFC por conteo directo utilizando un contador de colonias.

Los aislados obtenidos fueron evaluados por caracteres morfológicos de la colonia: circular, puntiforme, irregular y fusiforme; borde de la colonia: entera, ondulada, lobulada y filamentosa; y elevación de la colonia: plana, convexa y elevada. Se realizó un análisis bioquímico de catalasa, solubilización de urea y fósforo, y tinción Gram (^{Barua, Kolman, Aguila, Zapata y Alvarenga, 2021}). Además, se analizó el grado de tolerancia de las bacterias con potencial para biorremediación en un medio de cultivo King B suplementado con 500 mg L^-1 de sulfato de aluminio y 250 mg L^-1 de pendimentalina (^{Estrada-Gamboa, Umaña, Sancho y Orozco, 2023}).

Adaptabilidad de las Bacterias a Sulfato de Aluminio y Pendimentalina a nivel in vitro

Las bacterias seleccionadas se inocularon de forma individual en matraces Erlenmeyer de 50 mL con medio de cultivo King B líquido, compuesto por peptona (10 g L^-1), sulfato de magnesio (1.5 g L^-1), fosfato dipotásico (1.5 g L^-1) y glicerina (15 mL L^-1). Este medio se enriqueció con 500 mg L^-1 de sulfato de aluminio Al₂(SO₄)₃ y 250 mg L^-1 de pendimentalina por separado (^{Vilchez-Chávez, Flores, Calderón, Palma y Zavaleta, 2024}). Las muestras se incubaron a 28 ºC con agitación constante a 150 rpm y fueron analizadas a las 24, 48 y 72 h.

Posteriormente, se evaluaron tres variables clave: pH, unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC mL^-1), determinada mediante el método de recuento en placa por siembra en superficie; y la absorbancia a 600 nm. Cada una de estas mediciones se realizó en triplicado para asegurar la precisión y reproducibilidad de los resultados. El pH se midió a través de un pH-metro. Las UFC mL^-1 y la densidad óptica se determinaron con un contador de colonias. Además, se utilizó un espectrofotómetro para medir la densidad óptica a 600 nm. Esta medición proporciona una estimación indirecta de la concentración celular en la muestra.

Efecto de las Bacterias sobre el Proceso Germinativo de Oryza sativa

Se desarrollaron bioensayos con semillas de arroz (Oryza sativa L.) con el material genético SUPREMA l-1480 para determinar el efecto bioestimulante de las bacterias. Las semillas se limpiaron con NaOCl (1% v/v) durante 60 s, y luego se enjuagaron tres veces con agua destilada estéril. Las semillas se sumergieron en un caldo de bacterias crecidas en un medio de cultivo King B líquido durante 48 h, a 28 °C y 160 rpm. Luego se enjuagaron con agua destilada para eliminar residuos del medio de cultivo.

Se colocaron 10 semillas en cajas de Petri estériles que contenían un medio de cultivo en agar-agua enriquecido con 700 mg L^-1 de sulfato de aluminio y pendimentalina por separado. Se usaron muestras de agar sin inoculación de la bacteria como control. Las cajas de Petri se sellaron y se incubaron a temperatura ambiente (25 ºC) bajo un fotoperíodo de 12 h luz-12 h oscuridad durante 96 h. Se fotografiaron a los 15 días de finalización del ensayo (^{Pérez-Cordero, Barraza y Martínez, 2015}).

Se midieron las siguientes variables: longitud del hipocótilo, índice de vigor, porcentaje de germinación de semillas, índice de crecimiento relativo e índice de germinación. La longitud del hipocótilo se midió con una regla, considerando la distancia (cm) desde la base de la semilla hasta la apertura de las primeras hojas verdaderas. El índice de vigor de las semillas se evaluó utilizando una fórmula específica que combina la longitud media de la raíz y la longitud media del hipocótilo, ponderada por el porcentaje de germinación.

Para determinar el porcentaje de germinación de semillas, se contabilizó el número de semillas germinadas con éxito, expresado como un porcentaje. El índice de crecimiento relativo se evaluó por medio de RLS, que representa la longitud de la raíz en el tratamiento con la sustancia o condición de estudio, mientras que RLC es la longitud de la raíz en el control. Finalmente, el índice de germinación se calculó mediante la multiplicación de RLS, GSS es el número de semillas germinadas en el tratamiento, dividido para RLC que es la longitud de la raíz en el control, y GSC es el número de semillas germinadas en el control. Todos los datos fueron sometidos a las pruebas de normalidad y homocedasticidad para cumplir con los criterios de las pruebas paramétricas. Para identificar las diferencias entre tratamientos para los ensayos desarrollados, se usó la prueba de ANOVA de una vía y la prueba Tukey como post hoc.

Caracterización Macroscópica y Microscópica de las Cepas Aisladas de Suelos con Manejo Orgánico y con Manejo Químico de la Provincia Manabí

En la caracterización macroscópica y microscópica de cepas bacterianas aisladas de suelos con alta materia orgánica y suelos contaminados en la provincia Manabí, las muestras de suelo orgánico presentaron una carga microbiana que osciló entre 6.00×10⁵ y 1.39×10⁸ UFC g^-1, mientras que las muestras de suelo contaminado variaron entre 7.40×10⁶ y 2.58×10⁸ UFC g^-1. Todas las cepas (Mo: cepa de suelo con manejo orgánico, MQ: cepa de suelo con manejo químico) fueron Gram negativas y catalasa positivas. En las muestras de suelo orgánico, las cepas Mo-1, Mo-2, Mo-3 y Mo-4 mostraron morfología circular y convexa, con capacidad de solubilización de urea y fosfato, además de una elevada tolerancia a sulfato de aluminio. Las cepas Mo-5, Mo-6 y Mo-7 presentaron formas puntiformes o circulares y la cepa Mo-7 destacó por su tolerancia significativa a sulfato de aluminio. En suelos contaminados, las cepas MQ-1, MQ-6, MQ-7 y MQ-8 presentaron morfología circular y convexa o elevada, con capacidad de solubilización de urea y fosfato, mostrando alta tolerancia a sulfato de aluminio. Las cepas MQ-2, MQ-3, MQ-4 y MQ-5 se caracterizaron por formas puntiformes y elevadas, con actividad de solubilización de fosfato destacada. La mayoría de las cepas mostró capacidad para solubilizar fosfato y tolerancia a compuestos como pendimentalina y sulfato de aluminio (Cuadro 1).

Carga microbiana de Suelo con Manejo Orgánico y Suelo con Manejo Químico

En la carga microbiana de suelos con diferente manejo se observó que los suelos con manejo orgánico presentaron una carga de 7.24 x 10⁷ UFC g^-1, mientras que los suelos contaminados con herbicidas mostraron una carga significativamente mayor de 1.28 x 10⁸ UFC g^-1.

Análisis de Turbidez de Bacterias Tolerantes a Pendimentalina

En el análisis de turbidez de bacterias tolerantes a pendimentalina mediante densidad óptica a 600 nm, se observaron diferencias significativas en la respuesta de los diferentes tratamientos a lo largo de los intervalos de tiempo evaluados (24, 48 y 72h). A las 24 h, los tratamientos MQ-2, MQ-6, Mo-4 y MQ-1 no mostraron diferencias significativas entre ellos, con densidades ópticas de 1.23 a 1.19, mientras que Mo-7 y Mo-5 presentaron valores significativamente menores (P < 0.05), con 0.22 y 0.19 respectivamente. A las 48 h, las densidades ópticas para MQ-2, MQ-6 y Mo-4 se mantuvieron en 1.56, sin diferencias, mientras que MQ-1 disminuyó a 1.23, siendo diferente (P < 0.05). Por su parte, Mo-7 y Mo-5 aumentaron a 0.67 y 0.58 respectivamente, aunque permanecieron más bajas que los demás tratamientos (P < 0.05). A las 72 h, MQ-6 alcanzó la densidad óptica más alta de 2.03, superior a los demás tratamientos (P < 0.05). MQ-2, MQ-1, Mo-4, Mo-7 y Mo-5 registraron densidades ópticas de 1.85, 1.96, 1.73, 1.45 y 1.6 respectivamente, con diferencias significativas entre cada uno de ellos (P < 0.05) (Figura 1).

Figura 1: Análisis de turbidez de bacterias tolerantes a pendimentalina, a las 24, 48 y 72 h de cultivo. Las barras representan la media y las líneas verticales sobre las barras denotan la desviación estándar. Letras distintas denotan diferencias significativas en el análisis de Tukey. 

Figure 1: Turbidity analysis of pendimenthalin-tolerant bacteria at 24, 48, and 72 h of culture. The bars represent the mean, and the vertical lines above the bars represent the standard deviation. Different letters indicate significant differences in the Tukey analysis.  

Análisis de Turbidez de las Bacterias Tolerantes a Sulfato de Aluminio

En el análisis de turbidez de bacterias tolerantes a sulfato de aluminio, medido mediante densidad óptica a 600 nm, se observaron diferencias en la respuesta de los tratamientos a lo largo de los intervalos de tiempo de 24, 48 y 72 h. A las 24 h, los tratamientos MQ-2 y Mo-4 mostraron las mayores densidades ópticas de 0.55, sin diferencias entre ellos, mientras que Mo-5, MQ-1 y MQ-6 presentaron valores menores de 0.51, 0.50 y 0.43 respectivamente, con MQ-6 siendo inferior (P < 0.05). El tratamiento Mo-7 registró la densidad más baja de 0.40, menor que los otros tratamientos (P < 0.05). A las 48 h, el tratamiento MQ-1 mostró la mayor densidad óptica de 0.59, superior a Mo-4, Mo-5, MQ-6 y MQ-7 con 0.40, 0.38, 0.35 y 0.18 respectivamente (P < 0.05). MQ-2 tuvo una densidad óptica de 0.51, similar a Mo-4 y Mo-5, pero superior a MQ-6 y Mo-7 (P < 0.05). A las 72 h, no se observaron diferencias entre los tratamientos (P > 0.05) (Figura 2).

Figura 2: Análisis de turbidez de las bacterias tolerantes a sulfato de aluminio, a las 24, 48 y 72 h de cultivo. Las barras representan la media y las líneas verticales sobre las barras denotan la desviación estándar. Letras distintas denotan diferencias significativas en el análisis de Tukey. 

Figure 2: Turbidity analysis of aluminum sulfate-tolerant bacteria at 24, 48, and 72 h of culture. The bars represent the mean, and the vertical lines above the bars represent the standard deviation. Different letters indicate significant differences in the Tukey analysis. 

Determinación de las Variaciones del pH con Pendimentalina en Presencia de las Rizobacterias

En cuanto al potencial de hidrógeno (pH) de bacterias tolerantes a pendimetalina, se observaron variaciones en los valores de pH entre diferentes tratamientos a lo largo de los intervalos de tiempo de 24, 48 y 72h. A las 24 h, el tratamiento MQ-2 mostró el pH más alto (7.3), seguido de MQ-6 y con MQ-1 con 7.03 y 6.93 respectivamente. Los tratamientos Mo-7, Mo-5 y Mo-4 registraron valores de pH más bajos con 6.77, 6.72 y 6.58 respectivamente, mientras que el control tuvo el pH más bajo con 5.33. A las 48 h, MQ-2 continuó mostrando el pH más elevado con 7.52, seguido por MQ-6 con 7.2, mientras que MQ-1, Mo-7, Mo-5 y Mo-4 presentaron pH de 6.96, 6.8, 6.85 y 6.65, respectivamente. El control mantuvo el valor más bajo con 5.13. A las 72 h, MQ-2 alcanzó el pH de 7.72, seguido por MQ-6 y Mo-5, que alcanzaron 7.4 y 7.18 respectivamente. Los tratamientos MQ-1 y Mo-7 tuvieron pH de 7 y 6.96 respectivamente, mientras que Mo-4 presentó el valor más bajo con 6.81. El control alcanzó los 5.95 (Figura 3).

Figura 3: Potencial de hidrógeno de bacterias tolerantes a pendimnetalina, a las 24, 48 y 72 h de cultivo. Los puntos representan la media y las líneas verticales sobre los puntos denotan la desviación estándar. 

Figure 3:  Hydrogen potential of pendimnetalin-tolerant bacteria at 24, 48, and 72 h of culture. The points represent the mean, and the vertical lines above the points denote the standard deviation. 

Determinación de las Variaciones del pH con Sulfato de Aluminio en Presencia de las Rizobacterias

El potencial de hidrógeno de bacterias tolerantes a sulfato de aluminio tuvo variaciones significativas a lo largo de los intervalos de tiempo de 24, 48 y 72h. A las 24 h, los tratamientos MQ-6, MQ-1 y MQ-2 presentaron los pH más altos (8.11, 8.06 y 8.06 respectivamente), seguidos por Mo-7 (7.78) y el control (7.59). Mo-4 y Mo-5 mostraron valores de pH menores. A las 48 h, los valores de pH disminuyeron. Contrariamente, Mo-4 y Mo-5 mostraron un incremento en el pH. A las 72 h se observó una disminución significativa para MQ-6, MQ-1, MQ-2 y Mo-7. Mo-4 y Mo-5 registraron pH elevados > 7, superiores a los demás tratamientos y al control (Figura 4).

Figura 4: Potencial de hidrógeno de bacterias tolerantes a sulfato de aluminio a las 24, 48 y 72 h de cultivo. Los puntos representan la media y las líneas verticales sobre los puntos denotan la desviación estándar. 

Figure 4: Hydrogen potential of aluminum sulfate-tolerant bacteria at 24, 48, and 72 h of culture. The points represent the mean, and the vertical lines above the points denote the standard deviation. 

Determinación de las UFC de Bacterias Tolerantes a Pendimentalina

En cuanto a la concentración celular de diferentes cepas bacterianas tolerantes a pendimentalina en intervalos de tiempo, tras 24 h de exposición a pendimentalina se observaron diferencias. Las cepas MQ-1, MQ-6, MQ-2 y Mo-7 mostraron una alta concentración (1.03E+10, 9.83E+10, 8.53E+10 y 7.11E+10 UFC mL^-1, respectivamente). Las cepas Mo-5 y Mo-4 presentaron una disminución en la concentración celular (7.93E+10 y 5.18E+10 UFC mL^-1, respectivamente). A las 48 h, las cepas MQ-1, MQ-2 y Mo-7 mantuvieron su concentración celular (Figura 5). La cepa MQ-6, por otro lado, experimentó una disminución en concentración celular (8.06E+10 UFC mL^-1). Las cepas Mo-5 y Mo-4 mostraron una concentración celular menor. Después de 72 h, la cepa MQ-1 mostró la mayor concentración celular con 1.16E+10 UFC mL^-1. Las cepas MQ-2, MQ-6 y Mo-7 presentaron una disminución en concentración celular. Las cepas Mo-5 y Mo-4 mostraron los valores bajos de concentración celular (4.59E+10 y 3.89E+10 UFCmL^-1, respectivamente) (Figura 5).

Figura 5: Concentración celular de bacterias tolerantes a pendimentalina, a las 24, 48 y 72 h de cultivo. Las barras representan la media y las líneas verticales sobre las barras denotan la desviación estándar. Letras distintas denotan diferencias significativas en el análisis de Tukey. 

Figure 5: Cellular concentration of pendimenthalin-tolerant bacteria at 24, 48, and 72 h of culture. The bars represent the mean, and the vertical lines above the bars represent the standard deviation. Different letters indicate significant differences in Tukey's analysis. 

Determinación de las UFC de Bacterias Tolerantes a Sulfato de Aluminio

En cuanto al crecimiento celular de diferentes cepas bacterianas tolerantes a sulfato de aluminio, medida en unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC mL^-1), a lo largo de intervalos de tiempo, a las 24 h de exposición a sulfato de aluminio, se observaron diferencias en la concentración celular entre las cepas investigadas. Las cepas MQ-1 y MQ-2 presentaron las concentraciones celulares más altas, seguido de la cepa MQ-6 (Figura 6). Las cepas Mo-4, Mo-5 y Mo-7 mostraron una concentración celular menor, con valores de 8.97E+10, 1.29E+10 y 5.98E+10 UFC mL^-1, respectivamente. A las 48 h, las cepas presentaron diferencias en la concentración celular. Después de 72 h, la concentración celular de la cepa MQ-1 se mantuvo alta, sin diferencias en comparación con MQ-2 (Figura 6). La cepa MQ-6 presentó una concentración de 8.80E+10 UFC mL^-1, significativamente menor. Las cepas Mo-4, Mo-5 y Mo-7 mostraron una disminución en la concentración celular (Figura 6).

Figura 6: Concentración celular de bacterias tolerantes a sulfato de aluminio, a las 24, 48 y 72 h de cultivo. Las barras representan la media y las líneas verticales sobre las barras denotan la desviación estándar. Letras distintas denotan diferencias significativas en el análisis de Tukey. 

Figure 6: Cellular concentration of aluminum sulfate-tolerant bacteria at 24, 48, and 72 h of culture. The bars represent the mean, and the vertical lines above the bars represent the standard deviation. Different letters indicate significant differences in Tukey's analysis. 

Ensayo de Fitotoxicidad en Semillas de Oryza sativa con Pendimentalina

En la variable de fitotoxicidad de la pendimentalina en semillas de O. sativa a nivel in vitro, los resultados revelaron diferencias en la respuesta de las semillas a la pendimentalina. Las semillas tratadas con las cepas MQ-1, MQ-2 y MQ-6 mostraron un 100% de germinación, significativamente superior a las demás cepas. Las cepas Mo-4 y Mo-5 presentaron porcentajes de germinación del 81 y 83%, respectivamente. La cepa Mo-7 tuvo el porcentaje de germinación más bajo con un 56%.

En la longitud de hipocótilo, la cepa Mo-7 presentó la mayor longitud (2.42 cm), significativamente mayor que las otras cepas. Las cepas MQ-1 y MQ-6 mostraron longitudes de hipocótilo de 1.58 cm y 1.42 cm, respectivamente, sin diferencias entre ellas. Las cepas Mo-4, Mo-5 y MQ-2 presentaron longitudes de hipocótilo menores (Cuadro 2). En la longitud de la raíz, las cepas MQ-1, MQ-6 y Mo-7 mostraron los valores más altos con 5.75, 6.83 y 5.67 cm, respectivamente. La cepa Mo-5 mostró una longitud de raíz significativamente menor que las cepas mencionadas (Cuadro 2). Las cepas Mo-4 y MQ-2 presentaron las longitudes de raíz más cortas (Cuadro 2).

El índice de vigor fue más alto en las cepas MQ-1 y MQ-6, con valores de 73.33 y 82.50, respectivamente, seguido de la cepa Mo-7 con 45.83. Las cepas Mo-5 y MQ-2 presentaron índices menores de 29.83 y 29.17, respectivamente. La cepa Mo-4 tuvo el índice de vigor más bajo con 15.07. La cepa Mo-7 presentó el índice de crecimiento relativo más alto con 1.10, seguido por las cepas MQ-1 y MQ-6 con valores de 0.81 y 0.96, respectivamente. Las cepas Mo-5 y MQ-2 mostraron índices de crecimiento relativo de 0.43 y 0.33, respectivamente. La cepa Mo-4 tuvo el índice de crecimiento relativo más bajo con 0.17. El índice de germinación fue más alto en la cepa MQ-6 con 93.60, seguido por la cepa MQ-1 con 80.92, la cepa Mo-7 con 54.82 y Mo-5 y MQ-2 con índices de 35.93 y 32.97, respectivamente. La cepa Mo-4 tuvo el índice de germinación estadísticamente más bajo con 14.25 (Cuadro 2).

Ensayo de Fitotoxicidad en Semillas de Oryza sativa con Sulfato de Aluminio

Los resultados revelaron diferencias entre las cepas. Las semillas tratadas con las cepas MQ-1 y MQ-6 mostraron un 100% de germinación, superior a las demás cepas (Cuadro 3). La cepa MQ-6 presentó la mayor longitud de hipocótilo (23.50 cm), seguida de la cepa MQ-1 (15.83 cm). La cepa Mo-4 tuvo la longitud de hipocótilo más baja (10.33 cm). La longitud de raíz fue mayor en las cepas MQ-6 y Mo-5 (6.80 cm y 5.75 cm, respectivamente). Las cepas Mo-4 y Mo-7 no desarrollaron raíces bajo estas condiciones.

El índice de vigor fue más alto en la cepa MQ-6 (303.00), seguido por MQ-1 (Cuadro 3). Las cepas Mo-7 y Mo-4 mostraron índices de vigor significativamente más bajos (Cuadro 3). Las cepas MQ-6 y Mo-5 mostraron los índices de crecimiento relativo más altos (Cuadro 3). La cepa MQ-1 tuvo un RGI de 0.25, significativamente mayor que MQ-2 con 0.04. Las cepas Mo-4 y Mo-7 no mostraron crecimiento relativo. Las cepas MQ-6 y Mo-5 presentaron el índice de germinación más alto con 95.42 y 64.71, mientras que las cepas Mo-4 y Mo-7 no mostraron índices de germinación (Cuadro 3).

En la presente investigación se identificaron microorganismos con potencial biotecnológico aislados de suelos agrícolas abonados con fertilizantes químicos y orgánicos. Las muestras de suelo con manejo químico tuvieron una mayor proliferación microbiana. Esta observación concuerda con estudios previos que han demostrado que la presencia de contaminantes puede inducir la selección de microorganismos resistentes, aumentando la diversidad y densidad microbiana en estos suelos (^{Xu et al., 2021}). Las cepas aisladas fueron Gram negativas y catalasa positivas, lo que sugiere una adaptación a condiciones ambientales adversas y una capacidad de detoxificación. En suelos orgánicos, las cepas mostraron morfología circular y convexa con capacidad de solubilización de urea y fosfato, además de una elevada tolerancia a sulfato de aluminio. Este comportamiento es crucial para la fertilidad del suelo, conociendo que la solubilización de fosfato es esencial para la disponibilidad de nutrientes (^{Fatima, Ahmad, Verma y Pathak, 2022}).

En suelos con manejo químico, también presentaron morfología circular y convexa con capacidades similares de solubilización y una notable tolerancia a sulfato de aluminio. La mayor densidad microbiana y la capacidad de solubilización observadas en estos suelos contaminados se deben a la presencia de mecanismos de resistencia adaptativa a los herbicidas y otros compuestos tóxicos, lo cual ha sido documentado en estudios previos sobre microbiología del suelo (^{Zhang, Yuan, Xiong, Wang y Jiang, 2020}). ^{Shahid, Khan y Singh (2023)} también reportaron que bacterias aisladas de suelos contaminados con herbicidas mostraron una elevada capacidad de desintoxicación y solubilización de nutrientes, indicando una adaptación evolutiva a las condiciones de estrés químico.

Además, se ha señalado que la formación de halos en el medio de cultivo no es necesariamente específica para detectar mineralizadores de fósforo orgánico, lo que podría llevar a una sobreestimación del número de microorganismos positivos (^{Haridy et al., 2021}; ^{Knyazev et al., 2022}). ^{Ducousso-Détrez, Lahrach, Fontaine, Sahraoui y Hijri (2024)} identificaron 57 morfotipos que mostraron halos en el medio sólido, pero solo 26 de ellos fueron capaces de liberar fósforo en ensayos in vitro. Hallazgos similares fueron reportados por ^{Hossain et al. (2021)}. Esto podría estar relacionado con la producción de ácidos orgánicos como ácido cítrico, málico y acético, que reducen el pH del medio, volviendo soluble el fitato de sodio y generando un halo de claridad alrededor de la colonia (^{Di Lorenzo, Serra, Porro y Branduardi, 2022}).

En otro estudio, ^{Al-Masoodi, Al-Rubaye y Hussein (2023)} encontraron un alto número de aislados pertenecientes a los géneros Penicillium sp. y Fusarium sp. con capacidad para producir fitasas. Sin embargo, Penicillium sp. ha sido principalmente reconocido por su capacidad para producir fosfatasas (^{Doilom et al., 2020}; ^{Kumar, Teja, Mathur y Kumari, 2020}; ^{Mercl et al., 2020}; López-Medina, Naranjo, Quevedo y Ratti, 2023). Además, Penicilliumsp. y Fusarium sp. también han sido informados como solubilizadores de fósforo inorgánico (^{Gurbanov, Kalkanci, Karadag y Samgane, 2021}), mientras que Acremonium spp. ha sido relacionado con la producción de fosfatasas (^{Lu et al., 2022}; ^{Parvez, Hussain, Khan y Sajid, 2023}), y Mucor sp. ha demostrado capacidad para liberar fitasas (^{Jatuwong et al., 2020}). Estos resultados sugieren que todos los microorganismos podrían estar inmovilizando el fósforo mineralizado en su biomasa. Sin embargo, se considera que el fósforo inmovilizado en la biomasa microbiana podría tener un papel importante en la disponibilidad de este elemento para las plantas (^{Ibrahim et al., 2022}), hallazgos similares a los reportados por ^{Wang et al. (2022)} y ^{Tian, Ge, Zhang, Deng y Liu (2021)}.

El análisis de la turbidez de bacterias tolerantes a pendimentalina mostró que las cepas mantuvieron altas densidades ópticas, indicando una proliferación en presencia del herbicida. Esto sugiere que estas cepas poseen mecanismos bioquímicos eficaces para neutralizar o metabolizar la pendimentalina (^{Guerrero-Ramírez et al., 2023}), lo cual es consistente con estudios que han demostrado que la presencia de herbicidas en el suelo puede seleccionar bacterias con capacidades enzimáticas para degradar estos compuestos (^{Pileggi, Pileggi y Sadowsky, 2020}). La capacidad de ciertas cepas para mantener el pH en niveles óptimos también sugiere una regulación activa del microbioma, favoreciendo la actividad enzimática y la solubilización de nutrientes (^{Kour et al., 2020}; ^{Saeed et al., 2021}).

Las cepas mostraron, además, una alta concentración celular, lo cual puede atribuirse a mecanismos de resistencia intrínsecos como la producción de enzimas degradativas o la modificación de sitios de acción del herbicida. Esto coincide con investigaciones anteriores que sugieren que la exposición continua a herbicidas puede inducir la selección de cepas bacterianas con una alta capacidad de supervivencia y adaptación (^{Ahmad, Ahmad y Bhatt, 2022}; ^{Pileggi et al., 2020}; ^{Shahid y Khan, 2022}).

Los bajos valores del pH respecto al control podrían explicarse por la presencia de NH₄NO₃ como fuente de nitrógeno en el medio de cultivo (^{Gezahegn, Feyissa y Rezene, 2023}). Cuando el ion NH₄⁺ ingresa al citoplasma celular, se activa una bomba de protones que libera H⁺ al medio extracelular, lo que podría explicar la reducción del pH (^{Guan y Liu, 2020}). Además, la liberación de ácidos orgánicos podría justificar su bajo crecimiento; al ser generados en el ciclo de Krebs, se utilizan como precursores de la síntesis de macromoléculas, lo que podría representar un drenaje de carbono que no se utiliza para el crecimiento celular (^{Raju et al., 2024}). La producción de ácidos orgánicos podría ser ventajosa para los microorganismos mineralizadores de fósforo; estos ácidos podrían ayudar a liberar fósforo de fuentes orgánicas e inorgánicas, contribuyendo así a la disponibilidad de fósforo para las plantas (^{Patel y Goswami, 2020}; ^{Silva et al., 2023}; ^{Tian et al., 2021}; ^{Timofeeva, Galyamova y Sedykh, 2022}).

El ensayo de fitotoxicidad en semillas de Oryza sativa con pendimentalina mostró que las cepas promovieron una germinación del 100%, superior a otras cepas. Estos resultados indican que la presencia de estas bacterias puede mitigar la fitotoxicidad del herbicida, posiblemente debido a la degradación del compuesto o la producción de compuestos bioactivos que favorecen el crecimiento de las plantas (^{Hasanuzzaman et al., 2020}). ^{Goudarzi, Tabrizi, Alikhani, Nazeri y Najafi (2023)} también observaron que ciertas bacterias promotoras del crecimiento de plantas pueden mejorar su germinación y vigor mediante la producción de fitohormonas y la solubilización de nutrientes. En comparación con otros estudios, como el de ^{Lonkar y Bodade (2021)}, que demostraron que bacterias tolerantes a herbicidas pueden mejorar significativamente el crecimiento y la salud de las plantas, los resultados del presente estudio respaldan la idea de que la selección de cepas adecuadas es crucial para el biocontrol y la biorremediación en suelos contaminados (^{Saeed et al., 2021}). Además, la capacidad de estas cepas para modificar el pH del suelo y solubilizar fosfatos puede tener un impacto positivo en la fertilidad del suelo y la productividad agrícola (^{Elhaissoufi, Ghoulam, Barakat, Zeroual y Bargaz, 2022}). Estos resultados coinciden con diversos estudios previos que ilustran el potencial de las bacterias tolerantes a herbicidas y metales pesados en la agricultura. Los microorganismos pueden sobrevivir en condiciones adversas, y también pueden mejorar la salud del suelo y la productividad de los cultivos al solubilizar nutrientes esenciales y mitigar la fitotoxicidad de compuestos químicos.

Considerando los resultados obtenidos, que evidencian variaciones en las respuestas de las variables según las cepas bacterianas empleadas, se recomienda que futuras investigaciones se enfoquen en la evaluación de consorcios microbianos que promuevan interacciones sinérgicas, tales como mutualismo, simbiosis y cooperación. Estas interacciones positivas tienen el potencial de optimizar integralmente el desarrollo de las plantas en suelos contaminados, facilitando además procesos de biorremediación. Diversas investigaciones han demostrado que la aplicación de consorcios microbianos en sistemas agrícolas mejora la fertilidad y salud del suelo (^{FAO, 2023}), actuando como reguladores de procesos biogeoquímicos esenciales. Estos consorcios incrementan la resistencia de los suelos al estrés, lo cual es crucial ante desafíos como el cambio climático. Además, los bioestimulantes compuestos por microorganismos beneficiosos, como bacterias y hongos, promueven la absorción de nutrientes, aumentan la tolerancia al estrés y mejoran la salud general de las plantas (^{Sotomayor et al., 2022}), siendo una solución sostenible que apoya una agricultura más respetuosa con el medio ambiente. Asimismo, la aplicación de consorcios microbianos autóctonos en suelos contaminados permite eliminar, atenuar o transformar compuestos contaminantes in situ, aprovechando la capacidad metabólica de los microorganismos para la biorremediación. Esta estrategia no solo mejora la salud del suelo, sino que también contribuye al desarrollo sostenible de la agricultura (^{Cruz-Cárdenas et al., 2021}).