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Introducción
Las plantas del género Tagetes L. (familia Asteraceae) se clasifican taxonómicamente en 53 especies herbáceas anuales y perennes. Son nativas de América y varias de sus especies silvestres tienen una amplia distribución geográfica desde el suroeste de Estados Unidos hasta Argentina (Loockerman et al., 2003; Cicevan et al., 2016) . En México, se estima que habitan alrededor del 50% de las especies, además de considerarse como su centro geográfico de origen y diversidad (García-Sánchez et al., 2012).
Varias especies de estas plantas son agroeconómicamente importantes, debido a su uso en la industria alimentaria, horticultura ornamental, terapéutico herbolario y cultural (García-Sánchez et al., 2012). Adicionalmente, también han adquirido importancia en el ámbito del control biológico, debido a que el conocimiento empírico y de investigación han demostrado que algunas especies de estas plantas en crecimiento (Miller y Ahrens, 1969), sus residuos vegetales (Siddiqui y Alam, 1987) o los extractos de sus raíces (Hoan y Davide, 1979), son eficaces para controlar y reducir significativamente las poblaciones de nemátodos (Hooks et al., 2010), hongos (Mares et al., 2004) y bacterias (Gakuubi et al., 2016) fitopatógenas en suelo, tanto en condiciones de invernadero y campo abierto (Topp et al., 1998; Sturz y Kimpinski, 2004). Esta propiedad de control biológico se relaciona con la actividad alelopática de diversos metabolitos secundarios como acetilenos, carotenoides, flavonoides, terpenoides, alcaloides y tiofenos (Salehi et al., 2018), que son producidos y contenidos en flores, hojas, tallos, raíz y exudados. No obstante a esta actividad antagónica y sus exudados rizosféricos, un fenómeno interesante y poco estudiado ha sido que estos metabolitos secundarios modifican relativamente la densidad total y la biomasa de las poblaciones microbianas autóctonas en la rizosfera de estas plantas (Qu et al., 2021; Cheng et al., 2022), argumentándose inclusive, que estos compuestos alelopáticos podrían inducir un proceso de mitigación microbiana o exacerbación reducida para moldear el microbioma rizosférico (Siebers et al., 2018; David et al., 2018). Estas interacciones positivas, entre rizobacterias y su planta huésped, podrían ser una alternativa para la búsqueda, aislamiento, identificación y uso de bacterias que contribuyan a la supresión natural o inducida de enfermedades transmitidas por diversos microorganismos fitopatógenos en suelo y por consecuencia, mejorar la salud vegetal (Zuo et al., 2014; Xiao et al., 2019), con lo cual, se aseguraría el rendimiento competitivo de los cultivos y se garantizaría la protección y seguridad ambiental para mantener el equilibrio ecológico a largo plazo en los agroecosistemas (Majeed et al., 2018).
Bajo este contexto, en este trabajo, se emplearon las plantas alelopáticas T. coronopifolia y T. terniflora con el objetivo de aislar y caracterizar morfológicamente bacterias nativas de su rizósfera, para posteriormente evaluar in vitro su potencial antagónico contra los microorganismos fitopatógenos del maíz S. maydis, Fusarium sp., y la bacteria patógena de jitomate Clavibacter michiganensis subsp. michiganenses (Cmm). Finalmente, las cepas con potencial antagonista se identificaron molecularmente mediante el análisis de la secuencia del gen ADNr 16S.
Material y métodos
Cultivo de plantas en condiciones de invernadero
La germinación de las dos especies de Tagetes se realizó con 10 a 12 semillas sobre soportes de papel filtro estéril humedecidos con agua destilada estéril y en bases de cajas de Petri (100 x 15 mm). Las bases de cajas Petri se colocaron sobre una charola de plástico con algodones humedecidos con una solución de glicerol al 50 % y cubierta con papel celofán. Las semillas, bajo estas condiciones, se expusieron a la luz solar natural durante 12 h a temperatura ambiente, hasta la germinación. Una vez observado el brote en cada una de las semillas, se contaron 14 días para posteriormente sembrar las plántulas en macetas de 50 cm de diámetro y 45 cm de alto a – de su capacidad con suelos con cargas microbianas disminuidas por un proceso de esterilización a 121 °C y 15 lb por 1 h, el cual se repitió tres veces cada 24 h y que fueron colectados en un campo experimental de la Universidad Politécnica de Pachuca (N 19°58’50”, O 98°41’06”, 2,375 msnm). Las plantas se mantuvieron en condiciones de invernadero durante los 120 días de muestreo. Las semillas de T. coronopifolia y T. terniflora fueron donadas por el Dr. Miguel Angel Serrato Cruz, del departamento de Recursos Genéticos y Agricultura Regional de la Universidad Autónoma Chapingo.
Muestreo de suelos rizosféricos y aislamiento de rizobacterias
Se seleccionaron al azar plantas de cada una de las especies de Tagetes y se colectó su suelo rizosférico a los 30, 60, 90 y 120 días de su crecimiento, para esto, se utilizó una espátula estéril, se marcó alrededor del tallo de las plantas seleccionadas un cuadrado de 10 cm por lado y se sacudió para extraer el suelo rizosférico y obtener las raíces de la planta. El material biológico, se colocó en bolsas de poliestireno estériles y se almacenaron a -78 °C. Tres diferentes zonas fueron empleadas para el aislamiento de las rizobacterias; i) suelo rizosférico; ii) suelo adherido a la superficie de la raíz y iii) el interior de la raíz de la planta. La metodología empleada para la primera zona consistió en pesar y mezclar 10 g de suelo rizosférico en 90 ml de solución de peptona y fosfato buffer salino (K2HPO4, 1.21 g; KH2PO4, 0.34 g, 1000 mL de H2O destilada, pH 7.4). Para la segunda zona, se pesaron 10 g de raíces de cada una de las plantas seleccionadas y se colocaron en solución de peptona y fosfatos con agitación vigorosa por 10 min. En la tercera zona se pesaron 5 g de raíces de cada una de las plantas y se lavaron tres veces con agua destilada estéril, después se colocaron en una solución de etanol al 70 % (v/v) durante 5 min, y pasado este tiempo, se sumergieron en una solución de NaClO al 6.25 % (v/v) durante 10 min, seguido de 15 s en una solución de H2O2 al 10 %(v/v). Las raíces se enjuagaron de 3 a 4 veces con agua destilada estéril y se trituraron en mortero estéril con una solución de MgSO4 0.01 M, para finalmente diluirse hasta un volumen de 100 mL con solución de MgSO4 0.01 M. De las soluciones que contenían el suelo rizosférico, las raíces y el macerado de las raíces se hicieron diluciones seriadas de 10-2 hasta 10-8 para tomar 100 µL de cada una y sembrarlas por extensión en medio de agar King B y agar Triptocaseina y Soya (DIBACO). Las placas se incubaron a 28 ± 2°C durante 48 h. Cuando se observó crecimiento bacteriano de las muestras colectadas y procesadas de las dos especies de Tagetes en las diferentes zonas y a los 30, 60, 90 y 120 días de su crecimiento, las colonias con morfotipos diferente se aislaron por resiembra hasta obtener cultivos axénicos. Una vez puros, se realizó la caracterización morfológica, microscópica y tinción de Gram. Finalmente, las rizobacterias se conservaron a -20 °C en 0.5 mL de caldo Triptocaseina y Soya (MP biomedicals) y 0.5 mL de glicerol al 50 % estéril (v/v). La nomenclatura utilizada para identificar cada una de las cepas aisladas constó de un código alfanumérico de cinco caracteres. El primer carácter representó el tiempo de muestreo en días para cada especie, T. coronopifolia (8:30, 4:60, 2:90, 6:120), T. terniflora (1:30, 3:60, 5:90, 7:120); el segundo carácter indicó el medio de cultivo utilizado para su aislamiento, B: King-B, T:TSA; el tercer carácter indicó la especie de Tagetes de aislamiento T:terniflora, C:coronopifolia; el cuarto carácter indica la zona de muestreo, R: Suelo rizosférico, E: Suelo adherido a la superficie de la raíz, I: Interior de la raíz de la planta; y el último carácter es el número de cepa.
Microorganismos fitopatógenos
La cepa de Cmm fue donada por la M. C. Ma. De Lourdes Rodríguez Mejía del Departamento de Parasitología Agrícola de la Universidad Autónoma de Chapingo (Rodríguez-Mejía, 2013). La cepa de S. maydis fue donada por el Dr. Daniel Jeffers del Centro Internacional de Mejoramiento de Maíz y Trigo (CIMMyT) (Jeffers, 1995), mientras que la cepa de Fusarium sp., fue aislada en el laboratorio de Agrobiotecnología de la Universidad Politécnica de Pachuca a partir de granos de maíz y mazorcas en pudrición. Los materiales vegetales para el aislamiento de Fusarium sp. fueron obtenidos de cultivos de maíz de la localidad de Cinta Larga en el municipio de Mixquiahuala, Hidalgo, México.
Pruebas de enfrentamiento dual para S. maydis y Fusa-rium sp.
La selección de las bacterias antagónicas se realizó mediante pruebas de enfrentamiento dual empleando el protocolo descrito por Hernández et al. (2010). Las inhibiciones del crecimiento de los hongos fitopatógenos se observaron para Fusarium sp., a los 10 días de incubación y para S. maydis en un rango de 5 a 7 días de incubación. Las bacterias aisladas de ambas especies de Tagetes, en las diferentes zonas y a los 30, 60, 90 y 120 días de su crecimiento que generaron un halo de inhibición, fueron seleccionadas y sometidas a pruebas confirmativas por triplicado siguiendo la metodología antes descrita y midiendo los halos de inhibición en mm. El índice de inhibición se estimó empleando la siguiente ecuación, Porcentaje de Inhibición (%) = (C-E)/C x 100, en donde, C es el crecimiento radial del fitopatógeno en el control (mm) y E representa el crecimiento radial del fitopatógeno en el tratamiento (mm).
Pruebas de enfrentamiento dual para Cmm
Las pruebas de enfrentamiento dual para la cepa Cmm se realizaron con la técnica de difusión en agar modificada de Reinoso et al. (2006). Las bacterias aisladas de las diferentes zonas en ambas especies de Tagetes y a los 30, 60, 90 y 120 días de su crecimiento que presentaron un halo de inhibición, se seleccionaron y se sometieron a pruebas confirmativas por triplicado de enfrentamiento dual en agar nutritivo. En estas pruebas confirmativas, se hizo la difusión de Cmm en agar nutritivo, mientras que por separado las rizobacterias identificadas como antagónicas se crecieron previamente en agar nutritivo durante 24 h. Una vez transcurrido el tiempo de incubación, se cortaron discos de agar de 7 mm de diámetro y se colocaron sobre el cultivo de Cmm para incubarse a 28 °C por 24 - 48 h. En cada uno de los halos de inhibición se midió el radio en mm y se estimó el porcentaje de inhibición.
Extracción de ADN, amplificación y secuenciación
El ADN genómico de cada una de las rizobacterias con capacidad inhibitoria fue extraído a partir de la biomasa de cultivos en caldo nutritivo (BD Bioxon, México) incubados a 28 °C durante 24 h. Las rizobacterias se concentraron por centrifugación a 12000 rpm durante 5 min. El sobrenadante se decantó y de la pastilla celular se obtuvo el ADN genómico empleando la técnica de CTAB modificada de von der Schulenburg et al. (2001). Las condiciones de amplificación por PCR del gen ADNr16S parcial fueron las propuestas por Lane (1991) en un volumen total de 50 µL y con los primers universales 8F: 5’-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3’ y 1492R: 5’-GTTACCTTGTTACGACTT-3’. Los productos de PCR se purificaron con el kit comercial PureLink PCR Purification Kit (Invitrogen, Carlsbad, CA, USA) siguiendo las instrucciones del fabricante. Los productos de PCR purificados se secuenciaron en ambas cadenas con los iniciadores universales 8F y 1492R, utilizando el servicio externo que ofrece el Colegio de Posgraduados con un secuenciador de 4 capilares 3130 Genetic Analyzer Applied Biosystems (Foster City, CA, USA). Una vez obtenidas las secuencias parciales estas fueron editadas manualmente en los programas Chromas v.2.6.6 (Technelysium; http://technelysium.com.au/wp/chromas/) y BioEdit v.7.0.0 (http://www.mbio.ncsu.edu/BioEdit/bioedit.html) y analizadas por similitud con el algoritmo BLASTN en la base de datos del GenBank del National Center for Biotechnology Information (NCBI, https://www.ncbi.nlm.nih.gov/). Las secuencias fueron depositadas en el GenBank con los números de acceso del ON088984 al ON088993.
Resultados y discusión
Aislamiento de Rizobacterias
Un total de 581 rizobacterias fueron aisladas, de las cuales, 274 cepas se obtuvieron de la rizosfera de T. coronopifolia, mientras que 307 se aislaron de T. terniflora. La Tabla 1, muestra el número de bacterias conforme a la zona de aislamiento, la especie y edad de la planta. López-López et al. (2017) analizaron mediante técnicas de electroforesis en gel con gradiente desnaturalizante (DGGE) los perfiles moleculares de las comunidades bacterianas rizosféricas de Tagetes terniflora, T. remotiflora y T. coronopifolia a los 3, 30, 60 y 90 días, utilizando muestras de suelo rizosférico en condiciones de invernadero. Los resultados de los índices de diversidad (Shannon´s index) indicaron una disminución de la diversidad bacteriana conforme se incrementaba el tiempo, mientras que, respecto a la especie de la planta, la mayor diversidad se observó en T. terniflora (López-López et al., 2017). En general, varios trabajos de investigación, relacionados con el estudio de la estructura poblacional microbiana rizosférica, indican que la raíces de las plantas mantienen una interacción directa con las comunidades microbianas, es decir, la secreción de exudados rizosféricos o rizodepósitos, los cuales contienen iones solubles en agua, compuestos de bajo peso molecular como azúcares, aminoácidos, flavonoides, proteínas, ácidos grasos, antimicrobianos, nematicidas y otros metabolitos secundarios, así como compuestos de alto peso molecular, que incluyen carbohidratos, proteínas, lípidos, mucílagos insolubles y restos de células lisadas o muertas influyen directa y específicamente en la estructura y función de estas comunidades microbianas (Doornbos et al., 2012; Haldar y Sengupta, 2015). Adicionalmente, la edad y genotipo de la planta, así como otros factores bióticos y abióticos, influyen en la calidad y cantidad de los rizodepósitos e imponen una presión selectiva, generando una distribución no aleatoria en frecuencia, abundancia y funciones de las comunidades microbianas a nivel horizontal como vertical a través del perfil del suelo (Micallef et al., 2009; Philippot et al., 2013).
Tabla 1 Número de bacterias aisladas de la rizosfera de T. coronopifolia y T. terniflora, de acuerdo con la especie, edad de cada planta y las diferentes zonas de muestreo.
Table 1 Number of bacteria isolated from T. coronopifolia and T. terniflora rhizosphere, according with the species, age of each plant and different sampling areas.
| T. coronopifolia | T. terniflora | |||||
|---|---|---|---|---|---|---|
| Zonas de aislamiento | Zonas de aislamiento | |||||
| TIEMPO (DÍAS) | SUELO RIZOSFÉRICO | SUELO ADHERIDO A LA SUPERFICIE DE LA RAÍZ | INTERIOR DE LA RAÍZ DE LA PLANTA | SUELO RIZOSFÉRICO | SUELO ADHERIDO A LA SUPERFICIE DE LA RAÍZ | INTERIOR DE LA RAÍZ DE LA PLANTA |
| 30 | 36 | 29 | 8 | 36 | 36 | 10 |
| 60 | 38 | 29 | 8 | 45 | 26 | 10 |
| 90 | 36 | 27 | 8 | 36 | 36 | 7 |
| 120 | 22 | 26 | 7 | 27 | 27 | 11 |
| Total | 274 | 307 |
Pruebas de enfrentamiento dual Stenocarpella maydis, Fusarium sp y Cmm
Los resultados de las pruebas de enfrentamiento dual in vitro permitieron seleccionar 53 cepas de rizobacterias que inhibieron el crecimiento de S. maydis así como 22 cepas que inhibieron el crecimiento de Fusarium sp. (Figura 1). Sin embargo, una selección más rigurosa permitió identificar cepas con rangos de porcentajes de inhibición entre 70 y 100%. Para S. maydis se seleccionaron las cepas 5TTE1 (70.83 %), 5BTI1 (71.67 %), 1BTI2 (72.5 %), 1BTE13 (80.83 %), 2TCE11 (87.5 %), 1BTE9 (88.33 %) y 2BCR17 (100 %), mientras que para Fusarium sp. se seleccionaron las cepas 1BTI1 (70.83 %), 1TTE12 (75.00 %), 2TCR14 (75.00 %), 1BTI2 (79.17 %) y 1BTR3 (87.5 %) (Figura 3). Las pruebas de enfrentamiento dual para Cmm permitieron identificar 38 cepas con capacidad inhibitoria (Figura 2). Se seleccionaron cepas con rangos de porcentaje de inhibición entre 70 y 100 % y que correspondieron a 6TCR11 (61.67 %), 4TCR11 (78.33 %), 1BTI1 (95.83 %) y 3TTR10 (100 %) (Figura 2).
Figura 3 Número de rizobacterias con potencial antagónico frente a los patógenos Fusarium sp., S. maydis y Cmm; a) Número de bacterias antagónicas de acuerdo con la especie de la planta; b) número de bacterias de acuerdo con las tres diferentes zonas de aislamiento de las rizobacterias; c) número de bacterias antagónicas de acuerdo con el criterio de especie de planta y el fitopatógeno en estudio; d) número de bacterias de acuerdo con el tiempo de crecimiento de la planta.
Figure 3 Number of rhizobacteria with antagonistic potential against the pathogens Fusarium sp., S. maydis and Cmm; a) Number of antagonistic bacteria according to plant species; b) number of bacteria from the three different zones of rhizobacteria isolation; c) number of antagonistic bacteria according to criteria of plant species and the phytopathogens under study; d) number of bacteria according to the growth time of the plant.
El análisis de los resultados de la selección de cepas con rangos de porcentaje de inhibición entre 70 y 100 %, demostró con base al criterio de especie de planta, que la mayor cantidad de cepas bacterianas con potencial antagónico se aislaron de la rizosfera de T. terniflora (Figura 3a).
Asimismo, considerando las zonas de aislamiento y tiempo de crecimiento, sin importar la especie de la planta, la mayor cantidad de bacterias antagónicas se obtuvieron del suelo rizosférico y del suelo adherido a la superficie de la raíz (Figura 3b) y a los 30 y 90 días de crecimiento (Figura 3d). Finalmente, las rizobacterias antagónicas presentaron mayor eficiencia de inhibición sobre el hongo fitopatógeno Fusarium sp., en comparación con el hongo S. maydis (Figura 3c).
Las pruebas de independencia de Jicuadrada para los enfrentamientos duales entre fitopatógenos y rizobacterias, considerando las variables, especie de planta, el tiempo de crecimiento de la planta y las tres diferentes zonas de aislamiento de las rizobacterias, demostraron que la capacidad inhibitoria de los aislados obtenidos de T. coronopifolia y terniflora fueron estadísticamente significativas para aceptar la hipótesis nula (H o) “el tiempo de crecimiento de la planta y el sitio de aislamiento de las rizobacterias con capacidad inhibitoria son independientes” (Fusarium sp., p = 0.001809; S. maydis, p = 2.44E-05; Cmm, p = 0.001057).
Identificación molecular de las rizobacterias con capacidad inhibitoria de fitopatógenos
Empleando criterios de selección más rigurosos, que implicaron mayores porcentajes de inhibición hacia Cmm y la inhibición hacia uno o ambos hongos fitopatógenos, se logró elegir a 10 rizobacterias (Figura 4), de las cuales, seis cepas fueron aisladas de T . terniflora a los 30, 60, 90 y 120 días de suelo rizosférico y adherido a la superficie de la raíz, así como del interior de la raíz y 4 cepas fueron aisladas de T. coronopifolia a los 60, 90 y 120 días de suelo adherido a la superficie de la raíz e interior de la raíz. Un análisis de similitud de las secuencias ADNr 16S obtenidas de las 10 rizobacterias, empleando el algoritmo BLASTN del NCBI, demostró que 7 secuencias se alineaban con cepas del género Bacillus, específicamente las cepas 2TCI1, 5TTE1, 7TTE11 y 1BTE9 a la especie subtilis, las cepas 2BCR17 y 4TCE16 a la especie B. amyloliquefaciens, mientras que la cepa 6TCE22 correspondió a la especie B. atrophaeus (Tabla 2). Las tres secuencias restantes, se alinearon con cepas del género Pseudomonas, específicamente 1BTI1, 1BTI2 con la especie P. protegens y 3TTR11como sp. (Tabla 2). El género Bacillus se caracteriza por incluir una importante variedad de especies bacterianas no patogénicas y con propiedades antagonistas, son fáciles de cultivar y eficientes en el control de plagas y enfermedades (Berg et al., 2005). Se ha documentado que Bacillus spp., poseen mecanismos antagónicos que involucran competencia por espacio y nutrientes (Handelsman y Stabb, 1996), antibiosis (Loeffler et al., 1986), así como la promoción del crecimiento y la inducción de resistencia en plantas (Kloepper y Ryu, 2006). Adicionalmente, Bacillus spp., forma esporas, permitiéndole sobrevivir y permanecer metabólicamente activo en condiciones hostiles, haciéndolo apropiado para formular productos viables y estables para su uso en el biocontrol. Cawoy et al. (2011) demostraron la capacidad inhibitoria de Bacillus spp. hacia organismos fitopatógenos como Verticillium, Pythium, Cercospora, Colletotrichum, Alternaria, Ascochyta, Macrophomina, Myrothecium, Ramularia, Xanthomonas y Erysiphe. La cepa 1BTE9, la cual fue identificada como B. subtilis, mostró la capacidad de inhibir a Cmm. Utkhede y Koch (2004) reportaron nula incidencia de Cmm en cultivos de tomate en invernadero al utilizar tratamientos con productos formulados con B. subtilis y Trichoderma harzianum aplicados por aspersión en diferentes concentraciones celulares. Asimismo, esta cepa junto con 2TCl1, 5TTE1 y 7TTE11 presentaron la capacidad en común de inhibir al hongo S. maydis. Petatán-Sagahón et al. (2011) lograron aislar e identificar una cepa de Bacillus subtilis (160) de suelos rizosféricos agrícolas y las pruebas de enfrentamiento in vitro y en campo demostraron que la bacteria y sus extractos celulares inhibieron el desarrollo de Stenocarpella maydis y macrospora. A las rizobacterias identificadas molecularmente, como B. amyloliquefaciens y B. atrophaeus (2BCR17, 4TCE16 y 6TCE22), se les atribuyen características de control biológico semejantes a B. subtillis.Yoshida et al. (2001) aislaron una cepa de B. amyloliquefaciens capaz de inhibir hongos y bacterias fitopatógenas en hojas de plantas de morera (Morus alba), utilizadas como alimento en la producción de gusanos de seda.
Tabla 2 Análisis BLASTN empleando secuencias de la región ADNr 16S de 10 rizobacterias con capacidad antagónica a microorganismos fitopatógenos.
Table 2 BLASTN analysis using sequences of 16S DNAr from 10 rhizobacteria strains with antagonistic capacity to phytopathogenic microorganisms.
| Cepa | Número de acceso GeneBank | Tamaño (pb) | Hit | Porcentaje de identidad | Cobertura | E value |
|---|---|---|---|---|---|---|
| 1BTE9 | ON088988 | 971 | Bacillus subtilis | 100 | 100 | 2e-79 |
| 1BTI1 | ON088991 | 740 | Pseudomonas protegens | 100 | 100 | 0.0 |
| IBTI2 | ON088992 | 740 | Pseudomonas protegens | 100 | 100 | 0.0 |
| 2BCR17 | ON088989 | 971 | Bacillus amyloliquefaciens | 100 | 100 | 0.0 |
| 2TCI1 | ON088984 | 971 | Bacillus subtilis | 99.69 | 100 | 0.0 |
| 3TTR11 | ON088993 | 740 | Pseudomonas sp. | 100 | 100 | 0.0 |
| 4TCE16 | ON088985 | 740 | Bacillus subtilis | 99.79 | 100 | 0.0 |
| 5TTE1 | ON088987 | 971 | Bacillus sp. | 100 | 100 | 0.0 |
| 6TCE22 | ON088990 | 970 | Bacillus atrophaeus | 100 | 100 | 0.0 |
| 7TTE11 | ON088986 | 971 | Bacillus subtilis | 100 | 100 | 0.0 |
Finalmente, las rizobacterias identificadas en el género Pseudomonas son consideradas importantes agentes de biocontrol debido a su capacidad de inhibir el desarrollo de bacterias, hongos, nemátodos y virus, que infectan y reducen considerablemente el rendimiento de las cosechas en cultivos de invernadero y campo. Los reportes acerca del biocontrol de cepas pertenecientes al complejo P. fluorescens indican que los beneficios se deben a la producción de metabolitos secundarios con propiedades antifúngicas, como 2,4-diacetilfluoroglucinol (2,4-DAPG), 2-hexilo, 5-propilresor-cinol, fenazinas y antibióticos basados en sideróforos como la pirrolnitrina (PRN) y la pioluteorina (PLT) (Garrido-Sanz et al., 2017). Las rizobacterias 1BT11, 1BT12 y 3TTR11 relacionadas con el género Pseudomonas y aisladas de T. terniflora y T. coronopifolia presentaron actividad antifúngica hacia S. maydis y Fusarium sp., así como actividad antimicrobiana hacia Cmm. Algunas investigaciones han demostrado que P. protegens (1BT11, 1BT12) es una bacteria capaz de colonizar el interior de las raíces de plantas sin provocar daño, promoviendo relaciones mutualistas con el objetivo de protegerla de hongos fitopatógenos mediante la producción de 2,4-DAPG, PLT, PRN, sideróforos, HCN y proteasas extracelulares (Zhang et al., 2020). La cepa 3TTR11 mostró porcentajes de identidad superiores del 99.5% con Pseudomonas sp., P. extremaustralis, P. marginalis y P. rhodesiae, no obstante, solamente la última especie ha sido descrita como una bacteria promotora del crecimiento vegetal, además de solubilizar fósforo, producir sideróforos, ácido indol acético (IAA) y presentar actividad deaminasa ACC y tolerancia a cadmio (Rolón-Cárdenas et al., 2021).
Conclusiones
En conclusión, podemos mencionar que el aislamiento de rizobacterias a partir de la rizosfera de plantas alelopáticas de las especies T. coronopifolia y T. terniflora, permitió observar una diferencia estadísticamente significativa en la cantidad de bacterias cultivables aisladas y que la abundancia de bacterias varia mayormente conforme al sitio de aislamiento que con el tiempo de crecimiento de la planta, sin embargo, existe evidencia científica que sugiere una variación de los patrones de exudación de metabolitos secundarios conforme a la etapa fenológica de la planta, lo cual puede modificar la estructura y tamaño de las poblaciones microbianas rizosféricas, y esto, utilizarlo en su beneficio, dependiendo de sus necesidades fisiológicas. Asimismo, la selección e identificación de rizobacterias de los géneros Bacillus y Pseudomonas con actividad antagónica in vitro sobre los fitopatógenos S. maydis, Fusarium sp., y Cmm y las cuales posiblemente se encuentran en asociación simbiótica con las plantas en estudio, se les podría atribuir un potencial uso en el control biológico de enfermedades y plagas en plantas de importancia agroeconómica.
